AmphibiaWeb-Agalychnis callidryas

Descripción

Agalychnis callidryas, la rana arborícola de ojos rojos, es una rana esbelta, colorida y de tamaño mediano. Las hembras miden hasta 77 mm, y los machos hasta 59 mm (Savage 2002). Esta rana tiene superficies dorsales de color verde hoja a verde oscuro; flancos de color azul oscuro, morado o pardusco, con barras verticales o diagonales de color crema o amarillo; brazos superiores de color azul o naranja; muslos que son azules o naranjas en las superficies anterior, posterior y ventral; manos y pies de color naranja, excepto los dedos más externos en cada; y ojos rojos protuberantes, con pupilas verticales (Savage 2002; Leenders 2001; Duellman 2001). La espalda a veces está marcada con líneas verdes oscuras transversales débiles (especialmente en individuos de Nicaragua o Costa Rica) o pequeños puntos blancos (Duellman 2001). El número promedio de barras en los flancos aumenta en las poblaciones de norte a sur, con una media de 5,0 barras en México y una media de 9,0 barras en Panamá (Duellman 2001). En algunas poblaciones de la parte media de la cordillera (Nicaragua y Costa Rica, en el lado caribeño), a menudo hay una franja amarilla longitudinal continua que conecta los extremos superiores de las barras verticales y separa los flancos azules del dorso verde (Duellman 2001).

La piel es lisa tanto dorsal como ventral (Savage 2002). Agalychnis callidryas tiene una cabeza redondeada y un hocico truncado cuando se ve desde arriba (Duellman 2001). Los ojos son grandes y dirigidos hacia los lados (Leenders 2001). Cuando esta rana cierra los ojos, se ven párpados inferiores transparentes marcados con una red de oro (Leenders 2001). Tiene tímpanos distintos (Savage 2002). El cuerpo es delgado y algo aplanado (Leenders 2001). Los dedos son cortos, alrededor de la mitad palmeados, y tienen discos moderadamente grandes (Duellman 2001). Los dedos de los pies son cortos, alrededor de dos tercios palmeados, y también tienen discos moderadamente grandes que son casi tan grandes como los de los dedos, con un pliegue estrecho que va desde el talón hasta el disco del quinto dedo del pie (Duellman 2001; Savage 2002). Los machos adultos tienen hendiduras vocales pareadas y un único saco vocal subgular mediano interno, así como una almohadilla nupcial espinosa de color marrón grisáceo en la base de cada pulgar (Savage 2002).

Los jóvenes rana (al menos de Panamá) son capaces de cambiar de color; son verdes durante el día y cambian a morado o marrón rojizo por la noche (Pyburn 1963). Además, las rana jóvenes tienen ojos amarillos en lugar de rojos, y tienen flancos de colores más claros que carecen de barras blanquecinas (Pyburn 1963). La coloración roja de los ojos aparece por primera vez en la periferia del ojo aproximadamente dos semanas después de la metamorfosis, y durante un período de varios días se extiende hacia el interior para hacer que el iris sea totalmente rojo (Starrett 1960).

Los renacuajos de Agalychnis callidryas son grandes, con un cuerpo robusto que puede medir 48 mm de longitud total en la etapa 34 (Savage 2002). La cola y las aletas caudales son de tamaño moderado, con la punta de la cola estrechándose a un delgado flagelo (Savage 2002). El espiráculo es sinistral y lateroventral, mientras que el respiradero es dextral (Savage 2002). Los ojos y las fosas nasales son dorsolaterales (Savage 2002). La boca es anteroventral, con un disco oral pequeño y completo, picos serrados, y dos filas superiores más tres inferiores de dentículos (Savage 2002; Duellman 2001). La fila de dentículos justo por encima de la boca tiene un pequeño hueco medialmente (Savage 2002). Las papilas labiales están presentes en el labio inferior en una a tres filas laterales y ventrales a la boca, y en el labio superior en una a dos filas laterales a la boca, pero carecen directamente por encima de la boca (Duellman 2001). El cuerpo del renacuajo es dorsalmente gris oliva, sombreado en un gris azulado moteado con marrón oliva en los lados y la parte inferior (Duellman 2001). La musculatura caudal de las larvas es de color marrón grisáceo claro, mientras que las aletas caudales son transparentes, pero ambas están moteadas de gris oscuro (Duellman 2001).

Distribución y Hábitat

Distribución por países de la base de datos de AmphibiaWeb: Belice, Colombia, Costa Rica, Guatemala, Honduras, México, Nicaragua, Panamá

	Ver mapa de distribución en BerkeleyMapper.
	Ver datos Bd y Bsal (26 registros).

Las ranas arbóreas de ojos rojos se distribuyen desde México (Yucatán)hasta Panamá, con un reporte aislado de los Jardines Botánicos de Cartagena en Colombia (Savage 2002; Ruiz-Carranza et al. 1996). Habitan bosques húmedos, principalmente en tierras bajas y a veces en laderas premontanas de hasta 1.250 m (Leenders 2001).

Historia de vida, Abundancia, Actividad y Comportamientos especiales
Agalychnis callidryas es activo por la noche. Esta rana es arbórea y se refugia en la parte inferior de una hoja ancha durante el día y durante la estación seca, con las extremidades dobladas debajo de su cuerpo (Leenders 2001). También se ha encontrado en bromelias, aunque esto parece ser raro (Duellman 2001). Esta especie es abundante en un hábitat adecuado (Stuart et al. 2008).

La cría se produce durante la temporada de lluvias (finales de mayo a noviembre), comenzando con las primeras lluvias (Pyburn 1970). El apareamiento tiene lugar durante toda la temporada de lluvias, pero es particularmente frecuente en junio, y ocasionalmente alcanza su punto máximo en octubre (Donnelly y Guyer 1994). Agalychnis callidryas generalmente prefiere piscinas de agua tranquilas con vegetación saliente como lugares de reproducción (pero vea el párrafo siguiente para otros tipos de sitios utilizados); las piscinas pueden ser permanentes, estacionales pero duraderas o temporales (Warkentin et al. 2001; Pyburn 1970). Los machos hacen llamadas agresivas, para disuadir a otros machos de invadir sus territorios, y llamadas publicitarias, para atraer a las hembras (Gray y Rand, 1997). La llamada agresiva suena como una risa suave, y la llamada publicitaria es un “chack ” o” chack-chack”, repetido a intervalos de 8-60 segundos (Duellman 1967; Pyburn 1970; Duellman 2001). La frecuencia de llamada dominante varía de 1,5 a 2,5 kHz (Gray y Rand 1997). El llamado comienza al anochecer y es más frecuente por la noche, especialmente durante las lluvias, ya que los machos se anuncian para buscar pareja (Pyburn 1970). Sin embargo, también se ha informado que Agalychnis callidryas participa en un breve coro de llamadas publicitarias al amanecer, a una tasa de llamadas mucho más alta que los coros publicitarios nocturnos o matutinos (Gray y Rand 1997; Duellman 2001). En las noches secas, los machos llaman desde las perchas más altas en el dosel de los árboles (Pyburn 1970). En las noches más húmedas, o cuando los estanques están llenos, los machos comienzan a llamar desde el suelo y desde pequeños árboles y arbustos cerca de los bordes de los estanques o remansos (Pyburn 1970). Las llamadas se hacen generalmente desde perchas horizontales en hojas o ramas, aunque ocasionalmente se usan perchas verticales en tallos (Pyburn 1970). Los machos se mueven con frecuencia mientras llaman, cambiando tanto sus posiciones como la dirección de la llamada (Pyburn 1970). Si las condiciones de precipitación o nivel del agua son suficientes, los machos descienden a los sitios de reproducción en la orilla del agua y continúan llamando (Savage 2002). Las hembras descienden del dosel, se acercan a los machos seleccionados en línea recta y permiten que amplexus tenga lugar (Pyburn 1970). El descenso generalmente ocurre lentamente mano sobre mano, pero también se ha observado paracaidismo en esta especie, tanto en la naturaleza (Pyburn 1964), como en ensayos experimentales (Roberts 1994).

Una vez amplificado, una hembra llevará al macho al agua y permanecerá allí durante unos diez minutos (Pyburn 1970; D’Orgeix y Turner 1995). Pyburn (1970) llevó a cabo experimentos que muestran que el propósito de este comportamiento es permitir que la hembra absorba agua a través de su piel, en su vejiga, para hacer la masa de gelatina que rodea la puesta de huevos (Pyburn 1970). El par de amplificadores luego se mueve hacia arriba en los árboles, mientras la hembra busca un sitio apropiado de deposición de huevos en la vegetación que sobresale por el agua (Pyburn 1970; D’Orgeix y Turner 1995). Los huevos generalmente se depositan en la parte superior (Pyburn 1970) o en la parte inferior (Fouquette 1968) de una hoja ancha, de hasta 12 pies sobre el agua (Fouquette 1968). Se prefieren plantas y árboles robustos en la orilla del agua, pero la oviposición también puede tener lugar en vegetación emergente (Pyburn 1970). Los embragues de huevos también pueden depositarse ocasionalmente en sustratos como ramas o alambres de cercas (Pyburn 1970). Muy raramente se depositan huevos en el suelo (Pyburn 1970). También se ha informado de que esta especie a veces hace uso de una amplia variedad de otros tipos de sitios, como depresiones llenas de agua hechas por humanos y animales de carga, carentes por completo de vegetación saliente; enredaderas y pequeños árboles que sobresalen de cavidades de agua en árboles caídos; enredaderas de pasiflora que crecen por encima de un goteo de agua de un corral de cerdos; o al unir huevos a la superficie interior de dispositivos de recolección de agua(McCranie et al. 2003). Ocasionalmente se encuentran nidadas con hojas parcialmente o completamente dobladas sobre los huevos (Duellman 2001). Si el sitio de deposición está en la parte superior de una hoja, los padres pueden estar protegiendo la nidada del sol y los depredadores doblando el borde de la hoja, donde se adhiere a la masa de gelatina pegajosa que rodea a los huevos (Leenders 2001). Otras ranas reproductoras de hojas (Phyllomedusa iheringi, P. hypochondrialis, y P. sauvagii) protegen sus garras dentro de hojas plegadas (Pyburn 1970). Sin embargo, Duellman (2001) advierte que para Agalychnis callidryas, el plegado ocasional puede deberse a la unión de los huevos a tipos particulares de hojas más propensas a encresparse, ya que ni él ni otros (por ejemplo, Pyburn) han observado a esta especie enrollar activamente las hojas durante la oviposición. Pyburn (1970), de hecho, menciona específicamente que Agalychnis callidryas pone sus huevos en hojas abiertas, en contraste con otras ranas filomedusinas.

La fertilización se produce inmediatamente después de la deposición de óvulos (Leenders 2001). Ocasionalmente, las parejas amplectantes son atacadas por machos solteros, ya que el intruso intenta desalojar al primer macho o unirse a sí mismo junto o en la espalda del primer macho (Pyburn 1970; D’Orgeix y Turner 1995). Esta estrategia a veces tiene éxito, ya que el análisis molecular ha confirmado que la paternidad múltiple ocurre y que el segundo macho puede contribuir significativamente a la fertilización por nidada en la naturaleza (D’Orgeix y Turner 1995). Briggs (2008) llevó a cabo ensayos de desplazamiento de machos, en los que se colocó a un macho de al menos 5 mm de largo en SVL en un cubo cubierto de 5 galones con un par amplificado recientemente y se verificó cada hora con luz roja, pero no se encontraron tomas de hombres. Durante un período de estudio de tres años, Briggs (2008) informó que los patrones de apareamiento variaron; las ranas arbóreas de ojos rojos mostraron evidencia de apareamiento de tamaño variado en uno de los tres años y evidencia de ventaja de apareamiento de machos grandes en otro de los tres años (el año más seco).

Las nidadas consisten en unos 40 huevos verdes, cada uno rodeado de una capa de gelatina transparente, con cada huevo que tiene un diámetro de aproximadamente 3,7 mm en la oviposición y 5,2 mm cuando está lo suficientemente maduro como para eclosionar (Pyburn 1963; Warkentin 2000a; Warkentin 2002). Todo el embrague está rodeado de más gelatina, que es pegajosa y sirve para adherir el embrague al sustrato, así como para evitar la desecación (Pyburn 1963; Pyburn 1970; Warkentin et al. 2006). El color de la yema es consistente dentro de los embragues, pero varía entre los embragues, de crema a dorado, turquesa a verde lima (Warkentin et al. 2006); a medida que las nidadas envejecen, la yema cambia de color de verde pálido a amarillo (Duellman 2001). Las hembras pueden poner múltiples embragues (hasta cinco) en una sola noche (Pyburn 1970). Entre embragues, la hembra lleva al macho amplificador al agua de nuevo mientras se rehidrata (D’Orgeix y Turner, 1995). La ovulación es probable que ocurra dos veces durante la temporada reproductiva, dado que las hembras grávidas que contienen huevos ovulados también se encontraron con el mismo número de huevos inmaduros de tamaño medio aún dentro del ovario (Duellman 1963; Duellman 2001). Esta observación también encaja con el segundo pico en el apareamiento que a veces se observa cerca del final de la temporada de lluvias (Donnelly y Guyer 1994). El éxito de la fertilización es alto, con Briggs (2008) notando un 100% de fertilización en 54 de 56 embragues experimentales e informando que esto no difería de sus observaciones de campo.

Dado que las nidadas de huevos están unidas a la vegetación que sobresale del agua, los renacuajos que nacen generalmente caen al agua de abajo tan pronto como eclosionan (Pyburn 1963). Por lo tanto, la eclosión implica un cambio en el hábitat, de aéreo a acuático, con un cambio concomitante en el conjunto de depredadores potenciales y presiones de selección (Warkentin 1995). Ocasionalmente, los renacuajos que nacen también pueden caer al suelo (Pyburn 1970). Los renacuajos pueden vivir fuera del agua hasta 20 horas (Valerio 1971). Aquellos que caen al suelo o permanecen pegados a la hoja aún pueden sobrevivir si una lluvia posterior los lava en agua estancada, o si son capaces de voltearse al agua golpeando con sus colas (Pyburn 1963; Pyburn 1970).

Agalychnis callidryas muestra una notable plasticidad adaptativa en el momento de la eclosión (Warkentin 1995). En embragues sin interrupciones, los embriones se desarrollan esencialmente sincrónicamente, pero eclosionan asincrónicamente, de seis a diez días después de la oviposición (Warkentin 1995; Warkentin 2005). La mayoría de los embriones no perturbados eclosionarán aproximadamente a los siete días, con la población de estudio en Panamá eclosionando en promedio a los 6-7 días y la población de estudio en Costa Rica eclosionando a los 7-8 días (Warkentin 2005). Sin embargo, si se les molesta, los embriones de Agalychnis callidryas pueden experimentar una eclosión temprana, relativamente sincrónica, tan pronto como 4 días en Panamá (Warkentin 2000b) o 5 días en Costa Rica (Warkentin 1995). La eclosión acelerada puede ocurrir en nidadas enteras o pequeños grupos de huevos dentro de una nidada, en respuesta a al menos cuatro riesgos naturales diferentes: ataque de serpiente (Warkentin 1995), ataque de avispa (Warkentin 2000b), infestación por hongos (Warkentin et al. 2001), e inundación o inmersión (Pyburn 1963; Warkentin 2002). La hipoxia por exposición a mezclas de gases hipóxicos también induce la eclosión temprana (Warkentin 2002). El ataque de hongos, las inundaciones y la hipoxia provocan una eclosión temprana más gradual que la amenaza inmediata de depredación (Warkentin 2000b).

La decisión de eclosionar es una decisión de comportamiento ya que se requiere un movimiento altamente energético; los embriones que permanecen inmóviles no eclosionan, a pesar de que han alcanzado una etapa de desarrollo adecuada (Warkentin 1995; Warkentin et al. 2001). La perturbación mecánica es a la vez suficiente y necesaria para inducir una eclosión rápida y sincrónica, ya que tocar y sacudir simultáneamente los huevos al introducir fórceps en la gelatina circundante resulta en una eclosión rápida (Warkentin 1995). Sin embargo, los embriones de Agalychnis callidryas no responden a todas las perturbaciones mecánicas por eclosión rápida (Warkentin 1995). Los embriones de cinco días de edad son insensibles a los movimientos del sustrato de la hoja causados por simplemente tocar las capas de gelatina de huevo, o recoger y transportar embragues de huevo, o incluso vientos fuertes y fuertes lluvias (Warkentin 1995). La plasticidad en el tiempo y la sincronización de la eclosión, particularmente la eclosión temprana, no es simplemente una respuesta a la intensidad de estímulo mecánico (Warkentin 2000b), ni tampoco es una respuesta a señales visuales o químicas de depredadores de serpientes o avispas, o señales como la humectación de la nidada por la precipitación (Warkentin 2005). Más bien, los experimentos han demostrado que los embriones de rana arbórea de ojos rojos evalúan el patrón temporal de vibraciones transmitidas por el sustrato al tomar la decisión de eclosionar (Warkentin 2005; Warkentin et al. 2006; Warkentin et al. 2007). Además, no eclosionan en el momento más temprano posible después de la estimulación, sino que esperan algunos segundos o minutos para evaluar la información antes de decidir eclosionar (Warkentin et al. 2007).

Cohen et al. (2016) mostraron que los embriones arbóreos de Agalychnis callidryas pueden eclosionar muy rápidamente (6,5 – 49 segundos) para escapar de los ataques de serpientes. Identificaron tres etapas de eclosión: sacudidas y aperturas previas a la ruptura, ruptura de membrana vitelina cerca del hocico y golpes musculares para escapar. La microscopía electrónica reveló glándulas incubadoras densamente agrupadas en el hocico que están llenas de vesículas que liberan su contenido rápidamente en la eclosión. La caracterización de la enzima postulada para incubar aún no se ha logrado. Los estudios comparativos de las glándulas deben revelar diferencias entre los taxones para determinar si se emplean este u otros mecanismos novedosos.

Hay disponible un videoclip de embriones de Agalychnis callidryas que se encuentran en eclosión acelerada como resultado del ataque de serpientes. Los embriones en desarrollo de Agalychnis callidryas son comúnmente cazados por serpientes (p.ej., Leptodeira septentrionalis) (Warkentin 1995). El ataque de serpiente induce a los embriones a eclosionar hasta un 30% de forma temprana (tan pronto como cinco días después de la oviposición), rápida (en cuestión de segundos a minutos) y relativamente sincrónica, ya que todo el embrague eclosiona en unos pocos minutos en lugar de varios días (Warkentin 1995). Los embriones son capaces de distinguir entre el evento potencialmente letal de un ataque de serpiente y el evento relativamente no peligroso de una tormenta de lluvia por la duración y el momento de las vibraciones resultantes(Warkentin et al. 2006). Cuando las grabaciones vibratorias producidas por un ataque de serpiente o por una tormenta de lluvia se editan y reproducen, de modo que el tiempo de las vibraciones se asemeja más al otro estímulo, la respuesta de eclosión cambia en la dirección esperada: más alta para vibraciones más similares a serpientes, más baja para vibraciones más similares a la lluvia (Warkentin et al. 2006). Los renacuajos entran por primera vez en el agua en la eclosión, cambiando su hábitat de aéreo a acuático a medida que caen de las hojas colgantes a las que estaba unida la puesta de huevos (Pyburn 1963). Si no son molestados por las serpientes, los embriones tienden a retrasar la eclosión hasta que tienen unos siete días de edad, porque las larvas más desarrolladas son menos vulnerables a los depredadores acuáticos como los camarones y los peces (Warkentin 1995; Warkentin 2005).

Los embriones en desarrollo de Agalychnis callidryas también son frecuentemente vulnerables a la depredación por varias especies diferentes de avispas políbidas (Warkentin 2000b; Warkentin et al. 2006). La depredación de avispas, al igual que la depredación de serpientes, induce la eclosión temprana y rápida de embriones de Agalychnis callidryas (Warkentin 2000b). Curiosamente, el número de embriones que eclosionan es diferente, dependiendo del escenario de depredación. Warkentin (2000b) reporta que los embriones eclosionan individualmente o en pequeños grupos (los que son agarrados por una avispa, más a veces los vecinos más cercanos) en respuesta a avispas, que consumen un embrión a la vez, mientras que las garras enteras eclosionan en respuesta a las serpientes, que se alimentan de garras enteras.

Un video con el trabajo de Karen Warkentin está disponible.

La infección fúngica de Agalychnis callidryas por un ascomiceto filamentoso (familia Phaeosphaeriaceae) también induce la eclosión temprana (Warkentin et al. 2001). Mientras que los huevos en nidadas no infectadas eclosionan en un orden espacialmente aleatorio, la eclosión en nidadas infectadas no es aleatoria (Warkentin et al. 2001). En las nidadas infectadas, aquellos huevos que están específicamente en contacto directo con hifas fúngicas eclosionarán temprano si tienen al menos cinco días de vida (Warkentin et al. 2001). Los huevos vacíos adyacentes pueden formar una “barrera” que el hongo no suele cruzar, permitiendo que los embriones restantes continúen desarrollándose dentro de la nidada (Warkentin et al. 2001). En contraste con la eclosión sincrónica inmediata en respuesta al ataque de serpientes o avispas, las embragues infectadas por hongos que se encuentran en una etapa suficiente de desarrollo eclosionan durante un período de días, pero a una edad promedio más joven que las embragues sanas (Warkentin et al. 2001).

Las larvas de Agalychnis callidryas tienen branquias externas inusualmente grandes y elaboradas para los anuros, que consisten en un tronco branquial a cada lado del cuerpo, con una fila de filamentos ramificados (Pyburn 1963). La presencia de branquias grandes y elaboradas es probable que indique limitación de oxígeno a lo largo del desarrollo, especialmente porque los embriones de esta especie se desarrollan en huevos grandes y muy empaquetados en condiciones bastante cálidas (Warkentin 2000a). Las larvas muestran una pérdida branquial externa sorprendentemente rápida en la eclosión, con una regresión branquial sustancial que ocurre tan rápido como tres minutos después de la eclosión (Warkentin 2000a). Los renacuajos recién nacidos respiran a través de las branquias internas, así como de forma cutánea (Warkentin 2000a). Se ha demostrado experimentalmente que el aumento del oxígeno disponible en el medio ambiente al salir del huevo es el estímulo principal para la pérdida de branquias externas en esta especie, con el proceso de eclosión en sí mismo jugando un papel secundario en el desencadenamiento de la pérdida de branquias (Warkentin 2000a). Dado que la presencia de branquias externas crea arrastre en el agua (Dudley et al. 1991), la rápida pérdida de branquias en el momento en que estos renacuajos entran por primera vez en el agua puede mejorar el rendimiento de natación, lo que podría permitir la supervivencia en la exposición a depredadores acuáticos (Warkentin 2000a). En esta especie (y probablemente en otros anuros con branquias externas), la pérdida de branquias externas en la eclosión parece estar mediada por prostaglandinas de la familia E, o PGEs (Warkentin y Wassersug 2001). En contraste, la pérdida de branquias internas está mediada por la hormona tiroidea en el momento de la metamorfosis (Shi 2000).

Renacuajos de Ranas Arbóreas de Ojos Rojos se suspenden verticalmente en la columna de agua para alimentarse, con cabezas cerca de la superficie del agua (Savage 2002). Son principalmente alimentadores de filtros de columna de agua (Vonesh y Warkentin 2006). Gray y Nishikawa (1995) informaron que en el laboratorio, los adultos Agalychnis callidryas preferían grillos y polillas como presas. Hasta donde sabemos, todavía no se ha publicado ningún estudio de campo sobre la dieta de los adultos de esta especie.

Los huevos de Agalychnis callidryas son vulnerables a la depredación por serpientes arbóreas( como la serpiente de ojo de gato, Leptodeira septentrionalis), varias especies de avispas políbidas (particularmente Polibia rejecta), monos y larvas de moscas (Hirtodrosophila batracida) (Warkentin 1995; Warkentin 2000b; Warkentin et al. 2001; Warkentin et al. 2006). Además, los huevos son susceptibles a la mortalidad por infección fúngica por un ascomiceto filamentoso (familia Phaeosphaeriaceae) (Warkentin et al. 2001). Los renacuajos pueden ser presa de depredadores acuáticos como camarones (Macrobrachium americanum) y peces (Brachyraphis rhabdophora) (Warkentin 1995), así como insectos gigantes de agua que se alimentan debajo de la superficie del agua (Belostoma sp.) (Vonesh and Warkentin 2006). Los ranitas recién metamorfoseados pueden ser consumidos por arañas acuáticas que se alimentan en o por encima de la superficie del agua (Thaumasia sp.) (Vonesh and Warkentin 2006). Los depredadores de las ranas arbóreas de Ojos Rojos juveniles y adultas incluyen serpientes (Warkentin 1995), así como aves y murciélagos (Leenders 2001).

Aunque la filomedusina (cría de hojas) no tiene el mismo tipo de compuestos altamente tóxicos que otras ranas de colores brillantes como las dendrobátidas, su piel contiene altos niveles de péptidos biológicamente activos (Mignogna et al. 1997). Se ha demostrado que la piel de Agalychnis callidryas contiene cinco familias diferentes de péptidos biológicamente activos: taquikininas, bradiquininas, caeruleína, péptidos opioides (dermorfina y dermorfina) y sauvagina (Mignogna et al. 1997).

Además de que las larvas son capaces de sentir vibraciones, ahora se ha demostrado que las Ranas arbóreas de Ojos rojos machos adultos también usan señalización vibratoria, en interacciones agresivas macho-macho(Caldwell et al., 2010). Los autores señalan que las vibraciones del sustrato pueden ser mucho más importantes en la comunicación de los vertebrados arbóreos de lo que se había observado anteriormente. Durante los concursos sobre las hembras, los machos de las Ranas arbóreas de Ojos Rojos emiten llamadas de “risa” y realizan demostraciones de temblor agitando una rama rápidamente con sus patas traseras. Los temblores solo se producían cuando dos machos estaban a 2 m de distancia o estaban en la misma planta, y a menudo eran seguidos inmediatamente por la lucha libre. Para probar si las vibraciones eran importantes, se hicieron varias combinaciones de pantallas utilizando una rana robótica en un marco de madera cerca de una rama ocupada por una rana viva, además de un agitador en la rama donde se sentaba la rana viva. En algunas pruebas, la rana robótica se movía hacia arriba y hacia abajo, para una visualización visual, pero no se agitaba la rama; en otras, la rama se vibraba, pero la rana robótica no se movía; y en algunas pruebas, se realizaron exhibiciones visuales y vibratorias. Los machos vivos respondieron agresivamente a todas las exhibiciones, tanto visuales como vibratorias, pero solo sacudieron su propia rama cuando se sintieron las vibraciones del agitador (Caldwell et al. 2010).

Tendencias y amenazas
Esta especie puede tolerar algunas modificaciones de hábitat, como en áreas donde se ha realizado una tala selectiva, pero se cree que no puede vivir donde el bosque ha sido muy degradado (Stuart et al. 2008). Sin embargo, McCranie et al. (2003) reportan el hallazgo de huevos y renacuajos de Agalychnis callidryas en una amplia variedad de sitios de reproducción en Honduras, incluyendo algunos en áreas fuertemente deforestadas (ver la sección de Historia de Vida más arriba para una descripción).

Las cinco especies de Agalychnis (A. annae, A. callidryas, A. moreletii, A. saltator y A. spurrelli) están ahora protegidas por la CITES, en virtud del Apéndice II (a partir del 21 de marzo de 2010). En la última década, solo Estados Unidos ha importado 221,960 ranas Agalychnis, según la Red de Supervivencia de Especies (SSN).

Relación con los seres humanos
Las ranas arbóreas de ojos rojos son populares en el comercio de mascotas, y se pueden criar en cautividad en condiciones adecuadas.

El número diploide de cromosomas es de 26 para Agalychnis callidryas (Duellman y Cole 1965).

Se puede encontrar una cuenta de especies en español en la página web del Instituto Nacional de Biodiversidad (INBio).

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Presentado originalmente por: Kellie Whittaker (publicado por primera vez el 26-07-2007)
Editado por: Kellie Whittaker, Sierra Raby y David Wake, Michelle Koo (15-06-2017)

Cita de la Cuenta de especies: AmphibiaWeb 2017 Agalychnis callidryas: Rana arbórea Multicolor de ojos rojos <https://amphibiaweb.org/species/616> Universidad de California, Berkeley, CA, EE. Consultado el 30 de diciembre de 2021.