Amphibienweb – Agalychnis callidryas

Beschreibung

Agalychnis callidryas, der rotäugige Laubfrosch, ist ein schlanker, bunter, mittelgroßer Frosch. Frauen messen bis zu 77 mm und Männer bis 59 mm (Savage 2002). Dieser Frosch hat blattgrüne bis dunkelgrüne Rückenflächen; dunkelblau, lila, oder bräunliche Flanken, mit cremefarbenen oder gelben vertikalen oder diagonalen Balken; blaue oder orangefarbene Oberarme; Oberschenkel, die an der Vorderseite blau oder orange sind, posterior, und ventrale Oberflächen; orange Hände und Füße, mit Ausnahme der äußersten Ziffern auf jedem; ein weißes Ventrum; und protuberante rote Augen mit vertikalen Pupillen (Savage 2002; Leenders 2001; Duellman 2001). Der Rücken ist manchmal mit schwachen, dunkelgrünen Linien (besonders bei Personen aus Nicaragua oder Costa Rica) oder kleinen weißen Punkten markiert (Duellman 2001). Die durchschnittliche Anzahl der Balken an den Flanken nimmt in den Populationen von Norden nach Süden zu, mit einem Mittelwert von 5,0 Balken in Mexiko und einem Mittelwert von 9,0 Balken in Panama (Duellman 2001). In einigen Populationen aus dem mittleren Teil des Verbreitungsgebiets (Nicaragua und Costa Rica auf der karibischen Seite) gibt es häufig einen durchgehenden gelblichen Längsstreifen, der die oberen Enden der vertikalen Balken verbindet und die blauen Flanken vom grünen Rücken trennt (Duellman 2001).

Die Haut ist sowohl dorsal als auch ventral glatt (Savage 2002). Agalychnis callidryas hat von oben gesehen einen abgerundeten Kopf und eine abgeschnittene Schnauze (Duellman 2001). Die Augen sind groß und seitlich gerichtet (Leenders 2001). Wenn dieser Frosch die Augen schließt, sind transparente untere Augenlider sichtbar, die mit einem Netzwerk aus Gold markiert sind (Leenders 2001). Es hat deutliche Tympana (Savage 2002). Der Körper ist schlank und etwas abgeflacht (Leenders 2001). Die Finger sind kurz, etwa halb vernetzt und haben mäßig große Scheiben (Duellman 2001). Die Zehen sind kurz, etwa zwei Drittel vernetzt und haben auch mäßig große Scheiben, die fast so groß sind wie die an den Fingern, mit einer schmalen Falte, die von der Ferse bis zur Scheibe des fünften Zehs verläuft (Duellman 2001; Savage 2002). Erwachsene Männer haben gepaarte Stimmschlitze und einen einzelnen inneren medianen subgulären Stimmsack sowie ein graubraunes spinöses Hochzeitspolster an der Basis jedes Daumens (Savage 2002).

Junge Angler (zumindest aus Panama) können ihre Farbe ändern; Sie sind tagsüber grün und wechseln nachts zu violett oder rotbraun (Pyburn 1963). Außerdem haben junge Froglets eher gelbe als rote Augen und hellere Flanken ohne weißliche Balken (Pyburn 1963). Die rote Augenfärbung tritt etwa zwei Wochen nach der Metamorphose zuerst an der Peripherie des Auges auf und breitet sich über einen Zeitraum von mehreren Tagen nach innen aus, um die Iris vollständig rot zu machen (Starrett 1960).

Agalychnis callidryas Kaulquappen sind groß und haben einen robusten Körper, der im Stadium 34 eine Gesamtlänge von 48 mm messen kann (Savage 2002). Der Schwanz und die Schwanzflossen sind mäßig groß, wobei sich die Schwanzspitze zu einem dünnen Flagellum verengt (Savage 2002). Das Spirakel ist sinistral und lateroventral, während die Entlüftung dextral ist (Savage 2002). Augen und Nasenlöcher sind dorsolateral (Savage 2002). Der Mund ist anteroventral, mit einer kleinen und vollständigen Mundscheibe, gezackten Schnäbeln und zwei oberen und drei unteren Zähnchenreihen (Savage 2002; Duellman 2001). Die Zähnchenreihe direkt über dem Mund hat medial eine kleine Lücke (Savage 2002). Lippenpapillen sind an der Unterlippe in ein bis drei Reihen lateral und ventral zum Mund und an der Oberlippe in ein bis zwei Reihen lateral zum Mund vorhanden, fehlen jedoch direkt über dem Mund (Duellman 2001). Der Kaulquappenkörper ist dorsal olivgrau und schattiert zu einem bläulich grau gesprenkelten Olivbraun an den Seiten und Unterseiten (Duellman 2001). Die kaudale Larvenmuskulatur ist hellgrau braun, während die Schwanzflossen transparent sind, aber beide sind dunkelgrau gesprenkelt (Duellman 2001).

Verbreitung und Habitat

Länderverbreitung aus der AmphibiaWeb-Datenbank: Belize, Kolumbien, Costa Rica, Guatemala, Honduras, Mexiko, Nicaragua, Panama

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Rotäugige Laubfrösche sind von Mexiko (Yucatán) bis Panama verbreitet, mit einem isolierten Bericht aus den Botanischen Gärten von Cartagena in Kolumbien (Savage 2002; Ruiz-Carranza et al. 1996). Sie bewohnen feuchte Wälder, hauptsächlich im Tiefland und manchmal an vormontanen Hängen bis zu 1.250 m (Leenders 2001).

Lebensgeschichte, Fülle, Aktivität und besondere Verhaltensweisen
Agalychnis callidryas ist nachtaktiv. Dieser Frosch ist baumartig und schützt sich tagsüber und während der Trockenzeit an der Unterseite eines breiten Blattes, wobei die Gliedmaßen unter seinem Körper gefaltet sind (Leenders 2001). Es wurde auch in Bromelien gefunden, obwohl dies selten zu sein scheint (Duellman 2001). Diese Art ist in geeignetem Lebensraum reichlich vorhanden (Stuart et al. 2008).

Die Zucht erfolgt während der Regenzeit (Ende Mai bis November), beginnend mit den ersten Regenfällen (Pyburn 1970). Die Paarung findet während der Regenzeit statt, ist aber besonders häufig im Juni und erreicht gelegentlich im Oktober wieder ihren Höhepunkt (Donnelly und Guyer 1994). Agalychnis callidryas bevorzugt im Allgemeinen ruhige Wasserbecken mit überhängender Vegetation als Brutstätten (andere Arten von Standorten finden Sie im folgenden Absatz); die Pools können dauerhaft, saisonal, aber langlebig oder vorübergehend sein (Warkentin et al. 2001; Pyburn 1970). Männer machen aggressive Anrufe, um andere Männer davon abzuhalten, in ihr Territorium einzudringen, und Werbeanrufe, um Frauen anzulocken (Gray und Rand 1997). Der aggressive Ruf klingt wie ein leises Kichern, und der aggressive Ruf ist ein “Chack” oder “Chack-Chack”, der in Abständen von 8 bis 60 Sekunden wiederholt wird (Duellman 1967; Pyburn 1970; Duellman 2001). Die dominante Anruffrequenz liegt zwischen 1,5 und 2,5 kHz (Gray und Rand 1997). Der Ruf beginnt in der Dämmerung und ist am häufigsten abends, besonders bei Regen, da Männer um Partner werben (Pyburn 1970). Es wurde jedoch auch berichtet, dass Agalychnis Callidryas an einem kurzen Tagesanbruchchor von Werbeanrufen teilnehmen, mit einer viel höheren Anrufrate als abendliche oder morgendliche Werbeanrufe (Gray und Rand 1997; Duellman 2001). In trockenen Nächten rufen Männchen von höheren Sitzstangen in den Baumkronen (Pyburn 1970). In feuchteren Nächten oder wenn die Teiche voll sind, rufen die Männchen vom Boden und von kleinen Bäumen und Büschen in der Nähe der Ränder von Teichen oder Backwaters (Pyburn 1970). Anrufe werden im Allgemeinen von horizontalen Sitzstangen auf Blättern oder Zweigen gemacht, obwohl gelegentlich vertikale Sitzstangen auf Stielen verwendet werden (Pyburn 1970). Männer bewegen sich häufig während des Anrufs und ändern sowohl ihre Positionen als auch die Richtung des Anrufs (Pyburn 1970). Wenn die Niederschlags- oder Wasserstandsbedingungen ausreichen, steigen die Männchen zu den Brutplätzen am Rande des Wassers ab und rufen weiter (Savage 2002). Weibchen steigen vom Baldachin ab, nähern sich ausgewählten rufenden Männchen in einer geraden Linie und lassen Amplexus stattfinden (Pyburn 1970). Der Abstieg erfolgt im Allgemeinen langsam von Hand zu Hand, aber Fallschirmspringen wurde auch bei dieser Art beobachtet, sowohl in freier Wildbahn (Pyburn 1964) als auch in experimentellen Studien (Roberts 1994).

Nach dem Amplexen trägt ein Weibchen das Amplectant-Männchen ins Wasser und bleibt dort etwa zehn Minuten (Pyburn 1970; D’Orgeix und Turner 1995). Pyburn (1970) führte Experimente durch, die zeigten, dass der Zweck dieses Verhaltens darin besteht, dem Weibchen zu ermöglichen, Wasser durch ihre Haut in ihre Blase aufzunehmen, um die Geleemasse herzustellen, die das Gelege der Eier umgibt (Pyburn 1970). Das Amplectant-Paar bewegt sich dann in die Bäume, während das Weibchen nach einer geeigneten Eiablagerungsstelle auf der Vegetation über dem Wasser sucht (Pyburn 1970; D’Orgeix und Turner 1995). Eier werden im Allgemeinen entweder auf der Oberseite (Pyburn 1970) oder auf der Unterseite (Fouquette 1968) eines breiten Blattes bis zu 12 Fuß über dem Wasser (Fouquette 1968) abgelagert. Robuste Pflanzen und Bäume am Wasserrand werden bevorzugt, aber die Eiablage kann auch auf aufstrebender Vegetation stattfinden (Pyburn 1970). Eikupplungen können gelegentlich auch auf Substraten wie Ästen oder Zaundraht abgelagert werden (Pyburn 1970). Sehr selten werden Eier auf dem Boden abgelagert (Pyburn 1970). Es wurde auch berichtet, dass diese Art manchmal eine Vielzahl anderer Arten von Standorten nutzt, wie wassergefüllte Vertiefungen von Menschen und Lasttieren, völlig fehlende überhängende Vegetation; Reben und kleine Bäume überhängende Wasserhöhlen in umgestürzten Bäumen; Passionsblumenreben, die über einem Rinnsal Wasser aus einem Schweinestall wachsen; oder durch Anbringen von Eiern an der Innenfläche von Wassersammelvorrichtungen (McCranie et al. 2003). Gelegentlich werden Gelege gefunden, deren Blätter teilweise oder vollständig über die Eier gefaltet sind (Duellman 2001). Wenn sich die Ablagerungsstelle auf einem Blatt befindet, können die Eltern das Gelege vor Sonne und Raubtieren schützen, indem sie den Blattrand umklappen, wo er an der klebrigen Geleemasse haftet, die die Eier umgibt (Leenders 2001). Andere Blattfrösche (Phyllomedusa iheringi, P. hypochondrialis und P. sauvagii) schützen ihre Klauen in gefalteten Blättern (Pyburn 1970). Duellman (2001) weist jedoch darauf hin, dass bei Agalychnis callidryas die gelegentliche Faltung auf die Anhaftung der Eier an bestimmte Arten von Blättern zurückzuführen sein kann, die anfälliger für Kräuselungen sind, da weder er noch andere (z. B. Pyburn) beobachtet haben, dass sich diese Art aktiv kräuselt Blätter während der Eiablage. Pyburn (1970) erwähnt ausdrücklich, dass Agalychnis callidryas im Gegensatz zu anderen Phyllomedusinenfröschen seine Eier auf offene Blätter legt.

Die Befruchtung erfolgt unmittelbar nach der Eiablage (Leenders 2001). Gelegentlich werden Amplectant-Paare von einzelnen Männchen angegriffen, da der Eindringling versucht, das erste Männchen zu entfernen oder sich neben oder auf dem Rücken des ersten Männchens zu befestigen (Pyburn 1970; D’Orgeix und Turner 1995). Diese Strategie ist manchmal erfolgreich, da die molekulare Analyse bestätigt hat, dass eine mehrfache Vaterschaft vorliegt und dass das zweite Männchen in freier Wildbahn erheblich zur Kupplungsbefruchtung beitragen kann (D’Orgeix und Turner 1995). Briggs (2008) führte männliche Verdrängungsversuche durch, bei denen ein mindestens 5 mm längeres Männchen in SVL mit einem kürzlich verstärkten Paar in einen abgedeckten 5-Gallonen-Eimer gegeben und stündlich mit rotem Licht überprüft wurde. Über einen dreijährigen Studienzeitraum berichtete Briggs (2008), dass die Paarungsmuster variierten; Rotäugige Laubfrösche zeigten in einem der drei Jahre Hinweise auf eine größensortimentive Paarung und in einem anderen der drei Jahre (dem trockensten Jahr) Hinweise auf einen großen männlichen Paarungsvorteil.

Gelege bestehen aus etwa 40 grünen Eiern, die jeweils von einem klaren Geleemantel umgeben sind, wobei jedes Ei einen Durchmesser von etwa 3,7 mm bei der Eiablage und 5,2 mm hat, wenn es reif genug ist, um zu schlüpfen (Pyburn 1963; Warkentin 2000a; Warkentin 2002). Die gesamte Kupplung ist selbst von mehr Gelee umgeben, das klebrig ist und dazu dient, die Kupplung auf dem Substrat zu haften sowie ein Austrocknen zu verhindern (Pyburn 1963; Pyburn 1970; Warkentin et al. 2006). Die Eigelbfarbe ist innerhalb der Kupplungen konsistent, variiert jedoch zwischen den Kupplungen, von Creme über Gold über Türkis bis Lindgrün (Warkentin et al. 2006); wenn die Gelege älter werden, verfärbt sich das Eigelb von hellgrün nach gelb (Duellman 2001). Weibchen können mehrere Gelege (bis zu fünf) in einer einzigen Nacht legen (Pyburn 1970). Zwischen den Kupplungen trägt das Weibchen das Schutzmittelmännchen wieder ins Wasser, während es rehydriert (D’Orgeix und Turner 1995). Der Eisprung tritt wahrscheinlich zweimal während der Fortpflanzungssaison auf, da bei graviden Weibchen, die ovulierte Eier enthalten, auch die gleiche Anzahl unreifer Eier halber Größe noch im Eierstock gefunden wurde (Duellman 1963; Duellman 2001). Diese Beobachtung passt auch zum zweiten Höhepunkt der Paarung, der manchmal gegen Ende der Regenzeit beobachtet wird (Donnelly und Guyer 1994). Der Befruchtungserfolg ist hoch, wobei Briggs (2008) in 54 von 56 experimentellen Kupplungen eine 100% ige Befruchtung feststellte und berichtete, dass sich dies nicht von ihren Feldbeobachtungen unterschied.

Da die Eikupplungen an der Vegetation über dem Wasser befestigt sind, fallen schlüpfende Kaulquappen im Allgemeinen in das darunter liegende Wasser, sobald sie schlüpfen (Pyburn 1963). Somit beinhaltet das Schlüpfen eine Verschiebung des Lebensraums von der Luft in das Wasser mit einer damit einhergehenden Änderung der Suite potenzieller Raubtiere und des Selektionsdrucks (Warkentin 1995). Gelegentlich können auch schlüpfende Kaulquappen auf den Boden fallen (Pyburn 1970). Kaulquappen können bis zu 20 Stunden ohne Wasser leben (Valerio 1971). Diejenigen, die auf den Boden fallen oder am Blatt hängen bleiben, können noch überleben, wenn ein späterer Regen sie in stehendes Wasser wäscht oder wenn sie sich mit ihren Schwänzen ins Wasser stürzen können (Pyburn 1963; Pyburn 1970).

Agalychnis callidryas zeigt eine bemerkenswerte adaptive Plastizität im Zeitpunkt des Schlüpfens (Warkentin 1995). In ungestörten Kupplungen entwickeln sich Embryonen im Wesentlichen synchron, schlüpfen aber asynchron sechs bis zehn Tage nach der Eiablage (Warkentin 1995; Warkentin 2005). Die meisten ungestörten Embryonen schlüpfen nach etwa sieben Tagen, wobei die Studienpopulation in Panama im Durchschnitt nach etwa 6 – 7 Tagen und die Studienpopulation in Costa Rica nach etwa 7 – 8 Tagen schlüpft (Warkentin 2005). Bei Störungen können Agalychnis callidryas-Embryonen jedoch bereits nach 4 Tagen in Panama (Warkentin 2000b) oder 5 Tagen in Costa Rica (Warkentin 1995) früh und relativ synchron schlüpfen. Das beschleunigte Schlüpfen kann in ganzen Gelegen oder kleinen Gruppen von Eiern innerhalb eines Geleges als Reaktion auf mindestens vier verschiedene natürliche Risiken auftreten: Schlangenangriff (Warkentin 1995), Wespenangriff (Warkentin 2000b), Pilzbefall (Warkentin et al. 2001) und Überschwemmungen oder Untertauchen (Pyburn 1963; Warkentin 2002). Hypoxie durch Exposition gegenüber hypoxischen Gasgemischen induziert auch ein frühes Schlüpfen (Warkentin 2002). Pilzbefall, Überschwemmung und Hypoxie führen zu einem allmählicheren frühen Schlüpfen als zu einer unmittelbaren Bedrohung durch Raubtiere (Warkentin 2000b).

Die Entscheidung zum Schlüpfen ist eine Verhaltensentscheidung, da eine hochenergetische Bewegung erforderlich ist; Embryonen, die bewegungslos bleiben, schlüpfen nicht, obwohl sie ein angemessenes Entwicklungsstadium erreicht haben (Warkentin 1995; Warkentin et al. 2001). Eine mechanische Störung ist sowohl ausreichend als auch notwendig, um ein schnelles, synchrones Schlüpfen zu induzieren, da das gleichzeitige Berühren und Wackeln der Eier durch Stechen einer Pinzette in das umgebende Gelee zu einem schnellen Schlüpfen führt (Warkentin 1995). Agalychnis callidryas-Embryonen reagieren jedoch nicht auf alle mechanischen Störungen durch schnelles Schlüpfen (Warkentin 1995). Fünftägige Embryonen sind unempfindlich gegen Bewegungen des Blattsubstrats, die durch einfaches Berühren der Eigelee-Mäntel, das Sammeln und Transportieren von Eikupplungen oder sogar starken Winden und starkem Regen verursacht werden (Warkentin 1995). Die Plastizität in Timing und Synchronisation des Schlüpfens, insbesondere des frühen Schlüpfens, ist daher nicht einfach eine Reaktion auf mechanische Reizintensität (Warkentin 2000b), noch ist es eine Reaktion auf visuelle oder chemische Hinweise von Schlangen- oder Wespenräubern oder Hinweise wie Benetzung der Kupplung von Niederschlag (Warkentin 2005). Vielmehr haben Experimente gezeigt, dass rotäugige Laubfroschembryonen das zeitliche Muster substratgetragener Schwingungen bei der Entscheidung zum Schlüpfen beurteilen (Warkentin 2005; Warkentin et al. 2006; Warkentin et al. 2007). Außerdem schlüpfen sie nicht zum frühestmöglichen Zeitpunkt nach der Stimulation, sondern warten einige Sekunden bis Minuten, um die Informationen auszuwerten, bevor sie sich für das Schlüpfen entscheiden (Warkentin et al. 2007).

Cohen et al. (2016) zeigten, dass Baumembryonen von Agalychnis callidryas sehr schnell schlüpfen können (6,5 – 49 Sekunden), um Schlangenangriffen zu entkommen. Sie identifizierten drei Stadien des Schlüpfens: Schütteln und Klaffen vor dem Bruch, Bruch der Vitellinmembran in der Nähe der Schnauze und Muskelschlag zur Flucht. Die Elektronenmikroskopie ergab schlüpfende Drüsen, die dicht an der Schnauze gruppiert sind und mit Vesikeln gefüllt sind, die ihren Inhalt beim Schlüpfen schnell freisetzen. Die Charakterisierung des postulierten Schlüpfenzyms muss noch durchgeführt werden. Vergleichende Studien der Drüsen sollten Unterschiede zwischen den Taxa aufdecken, um festzustellen, ob dieser oder andere neuartige Mechanismen eingesetzt werden.

Es ist ein Videoclip von Agalychnis callidryas-Embryonen verfügbar, die sich infolge eines Schlangenangriffs einem beschleunigten Schlüpfen unterziehen. Die sich entwickelnden Agalychnis callidryas-Embryonen werden häufig von Schlangen (z., Leptodeira septentrionalis) (Warkentin 1995). Snake Attack veranlasst Embryonen, bis zu 30% früh (bereits fünf Tage nach der Eiablage), schnell (innerhalb von Sekunden bis Minuten) und relativ synchron zu schlüpfen, da die gesamte Kupplung innerhalb weniger Minuten und nicht über mehrere Tage schlüpft (Warkentin 1995). Embryonen sind in der Lage, zwischen dem potenziell tödlichen Ereignis eines Schlangenangriffs und dem relativ ungefährlichen Ereignis eines Regensturms durch die Dauer und den Zeitpunkt der resultierenden Vibrationen zu unterscheiden (Warkentin et al. 2006). Wenn Schwingungsaufzeichnungen, die durch einen Schlangenangriff oder durch einen Regensturm erzeugt werden, so bearbeitet und wiedergegeben werden, dass der Zeitpunkt der Vibrationen dem anderen Stimulus ähnlicher ist, verschiebt sich die Schraffurreaktion in die erwartete Richtung: höher für schlangenähnlichere Vibrationen, niedriger für regenähnlichere Vibrationen (Warkentin et al. 2006). Kaulquappen gelangen beim Schlüpfen zuerst ins Wasser und verlagern ihren Lebensraum von der Luft in das Wasser, wenn sie von den überhängenden Blättern fallen, an denen die Eikupplung befestigt war (Pyburn 1963). Wenn sie von Schlangen ungestört sind, neigen Embryonen dazu, das Schlüpfen zu verzögern, bis sie etwa sieben Tage alt sind, da weiter entwickelte Larven weniger anfällig für aquatische Raubtiere wie Garnelen und Fische sind (Warkentin 1995; Warkentin 2005).

Sich entwickelnde Agalychnis callidryas-Embryonen sind auch häufig anfällig für Raubtiere durch verschiedene Arten polybider Wespen (Warkentin 2000b; Warkentin et al. 2006). Wespenraub, wie Schlangenraub, induziert frühes und schnelles Schlüpfen von Agalychnis callidryas Embryonen (Warkentin 2000b). Interessanterweise ist die Anzahl der schlüpfenden Embryonen je nach Prädationsszenario unterschiedlich. Warkentin (2000b) berichtet, dass Embryonen einzeln oder in kleinen Gruppen schlüpfen (diejenigen, die von einer Wespe ergriffen werden, plus manchmal die nächsten Nachbarn) als Reaktion auf Wespen, die jeweils einen einzelnen Embryo verzehren, während ganze Gelege als Reaktion auf Schlangen schlüpfen, die ganze Gelege fressen.

Ein Video mit Karen Warkentins Arbeit ist verfügbar.

Eine Pilzinfektion der Eier von Agalychnis callidryas durch einen filamentösen Ascomyceten (Familie Phaeosphaeriaceae) induziert ebenfalls ein frühes Schlüpfen (Warkentin et al. 2001). Während Eier in nicht-infizierten Gelegenungen in einer räumlich zufälligen Reihenfolge schlüpfen, ist das Schlüpfen in infizierten Gelegenungen nicht zufällig (Warkentin et al. 2001). In infizierten Gelegen schlüpfen diejenigen Eier, die spezifisch in direktem Kontakt mit Pilzhyphen stehen, früh, wenn sie mindestens fünf Tage alt sind (Warkentin et al. 2001). Benachbarte leere Eier können eine “Barriere” bilden, die der Pilz normalerweise nicht überschreitet, so dass sich die verbleibenden Embryonen innerhalb der Kupplung weiter entwickeln können (Warkentin et al. 2001). Im Gegensatz zum unmittelbaren, synchronen Schlüpfen als Reaktion auf Schlangen- oder Wespenbefall schlüpfen pilzbefallene Gelege, die sich in einem ausreichenden Entwicklungsstadium befinden, über einen Zeitraum von Tagen, jedoch in einem durchschnittlich jüngeren Alter als gesunde Gelege (Warkentin et al. 2001).

Agalychnis callidryas-Larven haben ungewöhnlich große, aufwendige Außenkiemen für Anurane, die aus einem Kiemenstamm auf jeder Körperseite mit einer Reihe verzweigter Filamente bestehen (Pyburn 1963). Das Vorhandensein großer, aufwendiger Kiemen deutet wahrscheinlich auf eine Sauerstoffbegrenzung während der gesamten Entwicklung hin, zumal sich die Embryonen dieser Art in großen, dicht gepackten Eiern unter ziemlich warmen Bedingungen entwickeln (Warkentin 2000a). Larven zeigen einen auffallend schnellen externen Kiemenverlust beim Schlüpfen, wobei eine erhebliche Kiemenregression bereits drei Minuten nach dem Schlüpfen auftritt (Warkentin 2000a). Frisch geschlüpfte Kaulquappen atmen über innere Kiemen sowie kutan (Warkentin 2000a). Es wurde experimentell gezeigt, dass der Anstieg des in der Umwelt verfügbaren Sauerstoffs beim Verlassen des Eies der primäre Stimulus für den externen Kiemenverlust bei dieser Art ist, wobei der Prozess des Schlüpfens selbst eine sekundäre Rolle bei der Auslösung des Kiemenverlusts spielt (Warkentin 2000a). Da das Vorhandensein von äußeren Kiemen Widerstand im Wasser erzeugt (Dudley et al. 1991) kann ein schneller Kiemenverlust zum Zeitpunkt des Eintritts dieser Kaulquappen in das Wasser die Schwimmleistung verbessern, was das Überleben bei Exposition gegenüber aquatischen Raubtieren ermöglichen könnte (Warkentin 2000a). Bei dieser Art (und wahrscheinlich auch bei anderen Anuranen mit Außenkiemen) scheint der Verlust der Außenkiemen beim Schlüpfen durch Prostaglandine der E-Familie oder PGEs vermittelt zu werden (Warkentin und Wassersug 2001). Im Gegensatz dazu wird der Verlust der inneren Kiemen zum Zeitpunkt der Metamorphose durch Schilddrüsenhormon vermittelt (Shi 2000).

Kaulquappen von rotäugigen Laubfröschen hängen sich senkrecht in der Wassersäule auf, um sich zu ernähren, mit Köpfen in der Nähe der Wasseroberfläche (Savage 2002). Sie sind in erster Linie Wassersäulenfilter (Vonesh und Warkentin 2006). Gray und Nishikawa (1995) berichteten, dass erwachsene Agalychnis callidryas im Labor Grillen und Motten als Beute bevorzugten. Unseres Wissens wurde noch keine Feldstudie zur Ernährung von Erwachsenen dieser Art veröffentlicht.

Eier von Agalychnis callidryas sind anfällig für Raubtiere durch Baumschlangen (wie die Katzenaugenschlange, Leptodeira septentrionalis), mehrere Arten von polybiden Wespen (insbesondere Polybia rejecta), Affen und Fliegenlarven (Hirtodrosophila batracida) (Warkentin 1995; Warkentin 2000b; Warkentin et al. 2001; Warkentin et al. 2006). Darüber hinaus sind Eier anfällig für Mortalität durch Pilzinfektionen durch einen filamentösen Ascomyceten (Familie Phaeosphaeriaceae) (Warkentin et al. 2001). Kaulquappen können von aquatischen Raubtieren wie Garnelen (Macrobrachium americanum) und Fischen (Brachyraphis rhabdophora) (Warkentin 1995) sowie riesigen Wasserwanzen, die unter der Wasseroberfläche nach Nahrung suchen (Belostoma sp.) (Vonesh und Warkentin 2006). Neu metamorphosierte Froglets können von Wasserspinnen verzehrt werden, die an oder über der Wasseroberfläche nach Nahrung suchen (Thaumasia sp.) (Vonesh und Warkentin 2006). Raubtiere an jugendlichen und erwachsenen rotäugigen Laubfröschen sind Schlangen (Warkentin 1995) sowie Vögel und Fledermäuse (Leenders 2001).

Obwohl Phyllomedusinfrösche (Blattzuchtfrösche) nicht die gleichen hochtoxischen Verbindungen aufweisen wie andere bunte Frösche wie die Dendrobatiden, enthält ihre Haut einen hohen Gehalt an biologisch aktiven Peptiden (Mignogna et al. 1997). Es wurde gezeigt, dass die Haut von Agalychnis callidryas fünf verschiedene Familien biologisch aktiver Peptide enthält: Tachykinine, Bradykinine, Caerulein, Opioidpeptide (Dermorphin und Dermorphin) und Sauvagin (Mignogna et al. 1997).

Zusätzlich zu den Larven, die Vibrationen wahrnehmen können, wurde nun gezeigt, dass erwachsene männliche rotäugige Laubfrösche auch Vibrationssignale in aggressiven Interaktionen zwischen Männern und Männern verwenden (Caldwell et al., 2010). Die Autoren weisen darauf hin, dass Substratvibrationen für die Kommunikation von baumartigen Wirbeltieren weitaus wichtiger sein könnten als bisher angenommen. Während der Wettbewerbe um die Weibchen geben männliche Rotäugige Laubfrösche “Kichern” -Rufe ab und führen Zitteranzeigen durch, indem sie einen Ast schnell mit ihren Hinterbeinen schütteln. Tremulationen traten nur auf, wenn sich zwei Männchen innerhalb von 2 m voneinander befanden oder sich auf derselben Pflanze befanden. Um zu testen, ob die Vibrationen wichtig waren, wurden verschiedene Kombinationen von Displays mit einem Roboterfrosch auf einem Holzrahmen in der Nähe eines Astes, der von einem lebenden Frosch besetzt war, und einem Shaker auf dem Ast, auf dem der lebende Frosch saß, hergestellt. In einigen Tests bewegte sich der Roboterfrosch für eine visuelle Anzeige auf und ab, aber es wurde kein Ast geschüttelt; In anderen wurde der Ast vibriert, aber der Roboterfrosch bewegte sich nicht; und in einigen Tests wurden sowohl visuelle als auch Vibrationsanzeigen gemacht. Die lebenden Männchen reagierten aggressiv auf alle Anzeigen, sowohl visuell als auch vibrierend, schüttelten jedoch nur ihren eigenen Ast, wenn Vibrationen vom Shaker wahrgenommen wurden (Caldwell et al. 2010).

Trends und Bedrohungen
Diese Art kann eine gewisse Veränderung des Lebensraums tolerieren, z. B. in Gebieten, in denen selektiver Holzeinschlag durchgeführt wurde, Es wird jedoch angenommen, dass sie nicht in der Lage ist, dort zu leben, wo der Wald stark degradiert wurde (Stuart et al. 2008). McCranie et al. (2003) berichten, dass Eier und Kaulquappen von Agalychnis callidryas in einer Vielzahl von Brutstätten in Honduras gefunden wurden, darunter auch in stark entwaldeten Gebieten (siehe Abschnitt Lebensgeschichte oben für eine Beschreibung).

Alle fünf Agalychnis-Arten (A. annae, A. callidryas, A. moreletii, A. saltator und A. spurrelli) stehen nun unter CITES-Schutz gemäß Anhang II (Stand: 21.März 2010). In den letzten zehn Jahren haben allein die USA 221.960 Agalychnis-Frösche importiert, so das Species Survival Network (SSN).

Beziehung zum Menschen
Rotäugige Laubfrösche sind im Heimtierhandel beliebt und können unter geeigneten Bedingungen in Gefangenschaft gezüchtet werden.

Die diploide Chromosomenzahl beträgt 26 für Agalychnis callidryas (Duellman und Cole 1965).

Ein spanischsprachiges Artenkonto finden Sie auf der Website des Instituto Nacional de Biodiversidad (INBio).

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Ursprünglich eingereicht von: Kellie Whittaker (zuerst veröffentlicht 2007-07-26)
Herausgegeben von: Kellie Whittaker, Sierra Raby und David Wake, Michelle Koo (2017-06-15)

Artkonto Zitat: Amphibienweb 2017 Agalychnis callidryas: Rotäugiger mehrfarbiger Baumfrosch < https://amphibiaweb.org/species/616> Universität von Kalifornien, Berkeley, CA, USA. Zugriff am 30. Dezember 2021.