AmphibiaWeb – Agalychnis callidryas

Description

Agalychnis callidryas, la grenouille aux yeux rouges, est une grenouille mince, colorée et de taille moyenne. Les femelles mesurent jusqu’à 77 mm et les mâles jusqu’à 59 mm (Savage, 2002). Cette grenouille a des surfaces dorsales vert feuille à vert foncé; flancs bleu foncé, violets ou brunâtres, avec des barres verticales ou diagonales de couleur crème ou jaune; bras supérieurs bleus ou orange; cuisses bleues ou orange sur les surfaces antérieure, postérieure et ventrale; mains et pieds orange, à l’exception des chiffres les plus externes de chacun; un ventrum blanc; et des yeux rouges protubérants, avec des pupilles verticales (Savage 2002; Leenders 2001; Duellman 2001). Le dos est parfois marqué de légères lignes vertes transverses plus foncées (surtout chez les individus du Nicaragua ou du Costa Rica) ou de petits points blancs (Duellman, 2001). Le nombre moyen de barres sur les flancs augmente dans les populations du nord au sud, avec une moyenne de 5,0 barres au Mexique et une moyenne de 9,0 barres au Panama (Duellman, 2001). Chez certaines populations de la partie médiane de l’aire de répartition (Nicaragua et Costa Rica, du côté des Caraïbes), il y a souvent une bande jaunâtre longitudinale continue reliant les extrémités supérieures des barres verticales et séparant les flancs bleus du dos vert (Duellman, 2001).

La peau est lisse dorsalement et ventralement (Savage 2002). Agalychnis callidryas a une tête arrondie et un museau tronqué vu de dessus (Duellman, 2001). Les yeux sont grands et dirigés latéralement (Leenders, 2001). Lorsque cette grenouille ferme les yeux, des paupières inférieures transparentes marquées d’un réseau d’or sont apparentes (Leenders 2001). Il a des tympans distincts (Savage 2002). Le corps est mince et quelque peu aplati (Leenders 2001). Les doigts sont courts, environ la moitié palmés, et ont des disques moyennement grands (Duellman, 2001). Les orteils sont courts, environ les deux tiers palmés, et ont également des disques moyennement grands qui sont presque aussi grands que ceux des doigts, avec un pli étroit allant du talon au disque du cinquième orteil (Duellman 2001; Savage 2002). Les mâles adultes ont des fentes vocales appariées et un seul sac vocal subgulaire médian interne, ainsi qu’un coussinet nuptial spineux brun grisâtre à la base de chaque pouce (Savage, 2002).

Les jeunes grenouilles (au moins du Panama) peuvent changer de couleur; elles sont vertes le jour et deviennent violacées ou brun rougeâtre la nuit (Pyburn, 1963). De plus, les jeunes grenouilles ont des yeux jaunes plutôt que rouges et des flancs de couleur plus claire dépourvus de barres blanchâtres (Pyburn, 1963). La coloration de l’œil rouge apparaît d’abord à la périphérie de l’œil environ deux semaines après la métamorphose et, sur une période de plusieurs jours, se propage vers l’intérieur pour rendre l’iris entièrement rouge (Starrett, 1960).

Les têtards d’Agalychnis callidryas sont grands, avec un corps robuste qui peut mesurer 48 mm de longueur totale au stade 34 (Savage 2002). La queue et les nageoires caudales sont de taille moyenne, l’extrémité de la queue se rétrécissant jusqu’à un flagelle fin (Savage, 2002). Le spiracle est sinistre et latéroventral, tandis que l’évent est dextre (Savage 2002). Les yeux et les narines sont dorsolatéraux (Savage 2002). La bouche est antéroventrale, avec un petit disque oral complet, un bec dentelé et deux rangées supérieures et trois rangées inférieures de denticules (Savage 2002; Duellman 2001). La rangée de denticules juste au-dessus de la bouche présente un petit espace médialement (Savage 2002). Les papilles labiales sont présentes sur la lèvre inférieure en une à trois rangées latérales et ventrales à la bouche, et sur la lèvre supérieure en une à deux rangées latérales à la bouche, mais manquent directement au-dessus de la bouche (Duellman, 2001). Le corps du têtard est gris olive dorsalement, ombré dans un gris bleuâtre moucheté de brun olive sur les côtés et le dessous (Duellman, 2001). La musculature caudale des larves est brun grisâtre clair, tandis que les nageoires caudales sont transparentes, mais les deux sont tachetées de gris foncé (Duellman, 2001).

Répartition et habitat

Répartition par pays de la base de données d’AmphibiaWeb : Belize, Colombie, Costa Rica, Guatemala, Honduras, Mexique, Nicaragua, Panama

	Voir la carte de distribution dans BerkeleyMapper.
	Afficher les données Bd et Bsal (26 enregistrements).

Les grenouilles aux yeux rouges sont réparties du Mexique (Yucatán) au Panama, avec un rapport isolé des Jardins botaniques de Carthagène en Colombie (Savage 2002; Ruiz-Carranza et al. 1996). Ils habitent les forêts humides, principalement dans les basses terres et parfois sur les pentes prémontaines jusqu’à 1 250 m (Leenders, 2001).

Cycle vital, Abondance, Activité et Comportements spéciaux
Agalychnis callidryas est actif de manière nocturne. Cette grenouille est arboricole et s’abrite sur la face inférieure d’une large feuille pendant la journée et pendant la saison sèche, avec des membres repliés sous son corps (Leenders, 2001). Il a également été trouvé chez les broméliacées, bien que cela semble être rare (Duellman, 2001). Cette espèce est abondante dans un habitat convenable (Stuart et al. 2008).

La reproduction a lieu pendant la saison des pluies (fin mai à novembre), en commençant par les premières pluies (Pyburn, 1970). L’accouplement a lieu tout au long de la saison des pluies, mais il est particulièrement fréquent en juin et atteint parfois un sommet en octobre (Donnelly et Guyer, 1994). Agalychnis callidryas préfère généralement les mares d’eau calmes avec une végétation en surplomb comme sites de reproduction (mais voir le paragraphe ci-dessous pour les autres types de sites utilisés); les piscines peuvent être permanentes, saisonnières mais de longue durée ou temporaires (Warkentin et al. 2001; Pyburn 1970). Les mâles font des appels agressifs pour dissuader les autres mâles de s’introduire sur leur territoire, et des appels publicitaires pour attirer les femelles (Gray et Rand, 1997). L’appel agressif sonne comme un rire doux, et l’appel publicitaire est un “chack” ou “chack-chack”, répété à des intervalles de 8 à 60 secondes (Duellman 1967; Pyburn 1970; Duellman 2001). La fréquence dominante des appels varie de 1,5 à 2,5 kHz (Gray et Rand, 1997). Les appels commencent au crépuscule et sont plus fréquents le soir, surtout pendant les pluies, lorsque les mâles annoncent leur partenaire (Pyburn, 1970). Cependant, il a également été signalé qu’Agalychnis callidryas participait à un bref refrain d’appels publicitaires au lever du jour, à un taux d’appels beaucoup plus élevé que les refrains publicitaires du soir ou du matin (Gray et Rand, 1997; Duellman, 2001). Les nuits sèches, les mâles appellent à partir de perchoirs plus élevés dans la canopée des arbres (Pyburn, 1970). Les nuits plus humides ou lorsque les étangs sont pleins, les mâles commencent à appeler du sol et des petits arbres et buissons près des bords des étangs ou des backwaters (Pyburn, 1970). Les appels sont généralement effectués à partir de perchoirs horizontaux sur les feuilles ou les branches, bien que des perchoirs verticaux sur les tiges soient occasionnellement utilisés (Pyburn, 1970). Les mâles se déplacent fréquemment en appelant, changeant à la fois de position et de direction (Pyburn, 1970). Si les précipitations ou le niveau d’eau sont suffisants, les mâles descendent ensuite vers les sites de reproduction au bord de l’eau et continuent d’appeler (Savage, 2002). Les femelles descendent de la canopée, s’approchent des mâles appelants sélectionnés en ligne droite et permettent à amplexus de prendre place (Pyburn, 1970). La descente se fait généralement lentement main dans la main, mais le parachutisme a également été observé chez cette espèce, à la fois dans la nature (Pyburn, 1964) et dans des essais expérimentaux (Roberts, 1994).

Une fois amplexée, une femelle transporte le mâle amplectant dans l’eau et y reste environ dix minutes (Pyburn, 1970; D’Orgeix et Turner, 1995). Pyburn (1970) a réalisé des expériences montrant que le but de ce comportement est de permettre à la femelle d’absorber de l’eau à travers sa peau, dans sa vessie, afin de fabriquer la masse de gelée entourant la couvée des œufs (Pyburn 1970). La paire d’amplectants se déplace ensuite dans les arbres, alors que la femelle cherche un site approprié de dépôt d’œufs sur la végétation surplombant l’eau (Pyburn, 1970; D’Orgeix et Turner, 1995). Les œufs sont généralement déposés soit sur la face supérieure (Pyburn, 1970), soit sur la face inférieure (Fouquette, 1968) d’une large feuille, jusqu’à 12 pieds au-dessus de l’eau (Fouquette, 1968). Les plantes et les arbres robustes au bord de l’eau sont préférés, mais la ponte peut également avoir lieu sur la végétation émergente (Pyburn, 1970). Les couvées d’œufs peuvent aussi parfois être déposées sur des substrats tels que des branches ou du fil de clôture (Pyburn, 1970). Très rarement, les œufs seront déposés sur le sol (Pyburn, 1970). Il a également été rapporté que cette espèce utilise parfois une grande variété d’autres types de sites, tels que des dépressions remplies d’eau faites par l’homme et les animaux de bât, complètement dépourvues de végétation en surplomb; des vignes et de petits arbres surplombent des cavités d’eau dans les arbres tombés; des vignes de passiflore poussant au-dessus d’un filet d’eau provenant d’un enclos à porcs; ou en fixant des œufs à la surface intérieure des dispositifs de collecte d’eau (McCranie et al. 2003). On trouve parfois des couvées dont les feuilles sont partiellement ou complètement repliées sur les œufs (Duellman, 2001). Si le site de dépôt est au-dessus d’une feuille, les parents peuvent protéger la couvée du soleil et des prédateurs en repliant le bord de la feuille, où elle adhère à la masse de gelée collante entourant les œufs (Leenders, 2001). D’autres grenouilles nicheuses (Phyllomedusa iheringi, P. hypocondrialis et P. sauvagii) protègent leurs griffes à l’intérieur des feuilles pliées (Pyburn, 1970). Cependant, Duellman (2001) prévient que pour Agalychnis callidryas, le pliage occasionnel peut être dû à la fixation des œufs à des types particuliers de feuilles plus sujettes au curling, car ni lui ni d’autres (p. ex. Pyburn) n’ont observé cette espèce enrouler activement les feuilles pendant la ponte. Pyburn (1970), en fait, mentionne spécifiquement qu’Agalychnis callidryas pond ses œufs sur des feuilles ouvertes, contrairement à d’autres grenouilles phylloméduses.

La fécondation a lieu immédiatement après le dépôt des œufs (Leenders, 2001). À l’occasion, des couples d’amplectants sont attaqués par des mâles isolés, alors que l’intrus tente de déloger le premier mâle ou de s’attacher à côté ou sur le dos du premier mâle (Pyburn, 1970; D’Orgeix et Turner, 1995). Cette stratégie réussit parfois, car l’analyse moléculaire a confirmé qu’une paternité multiple se produit et que le deuxième mâle peut contribuer de manière significative à la fécondation de la couvée dans la nature (D’Orgeix et Turner 1995). Briggs (2008) a mené des essais de déplacement des mâles, où un mâle d’au moins 5 mm de plus en SVL a été placé dans un seau couvert de 5 gallons avec une paire récemment amplexée et vérifié toutes les heures avec une lumière rouge, mais n’a constaté aucun prélèvement mâle. Au cours d’une période d’étude de trois ans, Briggs (2008) a signalé que les modèles d’accouplement variaient; les grenouilles arboricoles aux yeux rouges ont montré des signes d’accouplement assorti de tailles dans l’une des trois années et des signes d’avantage d’accouplement chez les mâles de grande taille dans une autre des trois années (l’année la plus sèche).

Les couvées se composent d’environ 40 œufs verts, chacun entouré d’une couche de gelée claire, chaque œuf ayant un diamètre d’environ 3,7 mm à la ponte et de 5,2 mm à maturité suffisante pour éclore (Pyburn, 1963; Warkentin, 2000a; Warkentin, 2002). L’ensemble de l’embrayage est lui-même entouré de plus de gelée, qui est collante et sert à adhérer l’embrayage au substrat ainsi qu’à prévenir la dessiccation (Pyburn 1963; Pyburn 1970; Warkentin et al. 2006). La couleur du jaune est uniforme dans les embrayages, mais varie d’une embrayage à l’autre, de la crème à l’or en passant par le turquoise et le vert lime (Warkentin et al. 2006); à mesure que les embrayages vieillissent, le jaune change de couleur, passant du vert pâle au jaune (Duellman, 2001). Les femelles peuvent pondre plusieurs couvées (jusqu’à cinq) en une seule nuit (Pyburn, 1970). Entre les embrayages, la femelle transporte à nouveau l’amplectant mâle dans l’eau alors qu’elle se réhydrate (D’Orgeix et Turner, 1995). L’ovulation est susceptible de se produire deux fois au cours de la saison de reproduction, étant donné que les femelles gravides contenant des ovules ovulés ont également trouvé un nombre égal d’ovules immatures de demi-taille encore dans l’ovaire (Duellman, 1963; Duellman, 2001). Cette observation correspond également au deuxième pic d’accouplement parfois observé vers la fin de la saison des pluies (Donnelly et Guyer, 1994). Le succès de la fécondation est élevé, Briggs (2008) notant une fécondation à 100% dans 54 des 56 couvées expérimentales et signalant que cela ne différait pas de ses observations sur le terrain.

Comme les couvées d’œufs sont fixées à la végétation surplombant l’eau, les têtards qui éclosent tombent généralement dans l’eau en contrebas dès qu’ils éclosent (Pyburn, 1963). Ainsi, l’éclosion implique un déplacement de l’habitat, de l’aérien à l’aquatique, avec un changement concomitant de l’ensemble des prédateurs potentiels et des pressions de sélection (Warkentin, 1995). À l’occasion, les têtards qui éclosent peuvent aussi tomber sur le sol (Pyburn, 1970). Les têtards peuvent vivre hors de l’eau jusqu’à 20 heures (Valerio, 1971). Ceux qui tombent sur le sol ou restent collés à la feuille peuvent encore survivre si une pluie ultérieure les lave dans l’eau stagnante ou s’ils sont capables de se retourner dans l’eau en se bousculant avec leur queue (Pyburn, 1963; Pyburn, 1970).

Agalychnis callidryas montre une plasticité adaptative remarquable dans le moment de l’éclosion (Warkentin, 1995). Dans les couvées non perturbées, les embryons se développent essentiellement de manière synchrone, mais éclosent de manière asynchrone, de six à dix jours après la ponte (Warkentin, 1995; Warkentin, 2005). La plupart des embryons non perturbés éclosent à environ sept jours, la population étudiée au Panama éclosant en moyenne à environ 6 à 7 jours et la population étudiée au Costa Rica à environ 7 à 8 jours (Warkentin, 2005). Cependant, s’ils sont perturbés, les embryons d’Agalychnis callidryas peuvent subir une éclosion précoce et relativement synchrone, dès 4 jours au Panama (Warkentin, 2000b) ou 5 jours au Costa Rica (Warkentin, 1995). L’éclosion accélérée peut se produire dans des couvées entières ou de petits groupes d’œufs au sein d’une couvée, en réponse à au moins quatre risques naturels différents : attaque de serpents (Warkentin, 1995), attaque de guêpes (Warkentin, 2000b), infestation de champignons (Warkentin et al. 2001), et les inondations ou submersions (Pyburn, 1963; Warkentin, 2002). L’hypoxie due à l’exposition à des mélanges gazeux hypoxiques induit également une éclosion précoce (Warkentin, 2002). Les attaques fongiques, les inondations et l’hypoxie entraînent une éclosion précoce plus graduelle que la menace immédiate de prédation (Warkentin, 2000b).

La décision d’éclore est une décision comportementale car un mouvement très énergique est nécessaire; les embryons qui restent immobiles n’éclosent pas, même s’ils ont atteint un stade de développement approprié (Warkentin 1995; Warkentin et al. 2001). Les perturbations mécaniques sont à la fois suffisantes et nécessaires pour induire une éclosion rapide et synchrone, car le toucher et le remuement simultanés des œufs en enfonçant des pinces dans la gelée environnante entraînent une éclosion rapide (Warkentin, 1995). Cependant, les embryons d’Agalychnis callidryas ne répondent pas à toutes les perturbations mécaniques par éclosion rapide (Warkentin, 1995). Les embryons âgés de cinq jours sont insensibles aux mouvements du substrat foliaire causés par le simple fait de toucher les couches de gelée d’œufs, de collecter et de transporter des couvées d’œufs, ou même de vents violents et de fortes pluies (Warkentin, 1995). La plasticité du moment et de la synchronisation des éclosions, en particulier des éclosions précoces, n’est donc pas simplement une réponse à l’intensité du stimulus mécanique (Warkentin 2000b), ni une réponse aux signaux visuels ou chimiques des prédateurs de serpents ou de guêpes, ou à des signaux tels que le mouillage de la couvée par les précipitations (Warkentin 2005). Des expériences ont plutôt montré que les embryons de grenouilles arboricoles aux yeux rouges évaluent le modèle temporel des vibrations transmises par le substrat lorsqu’elles prennent la décision d’éclore (Warkentin 2005; Warkentin et al. 2006; Warkentin et coll. 2007). De plus, ils n’éclosent pas le plus tôt possible après la stimulation, mais attendent quelques secondes à quelques minutes pour évaluer l’information avant de décider d’éclore (Warkentin et al. 2007).

Cohen et coll. (2016) ont montré que les embryons arboricoles d’Agalychnis callidryas peuvent éclore très rapidement (6,5 à 49 secondes) afin d’échapper aux attaques de serpents. Ils ont identifié trois étapes de l’éclosion: l’agitation et la béance pré-rupture, la rupture de la membrane vitelline près du museau et les battements musculaires pour s’échapper. La microscopie électronique a révélé des glandes à couver densément groupées sur le museau qui sont remplies de vésicules qui libèrent rapidement leur contenu à l’éclosion. La caractérisation de l’enzyme d’éclosion postulée reste à accomplir. Des études comparatives des glandes devraient révéler des différences entre les taxons pour déterminer si ce mécanisme ou d’autres mécanismes nouveaux sont utilisés.

Un clip vidéo d’embryons d’Agalychnis callidryas faisant l’objet d’une éclosion accélérée résultant d’une attaque de serpent est disponible. Les embryons d’Agalychnis callidryas en développement sont généralement la proie des serpents (p. ex., Leptodeira septentrionalis) (Warkentin 1995). L’attaque du serpent provoque l’éclosion des embryons jusqu’à 30 % plus tôt (dès cinq jours après la ponte), rapidement (en quelques secondes à quelques minutes) et de manière relativement synchrone, car la couvée entière éclot en quelques minutes plutôt que sur plusieurs jours (Warkentin, 1995). Les embryons sont capables de faire la distinction entre l’événement potentiellement mortel d’une attaque de serpent et l’événement relativement non dangereux d’une tempête de pluie par la durée et le moment des vibrations résultantes (Warkentin et al. 2006). Lorsque des enregistrements vibratoires produits par une attaque de serpent ou par une tempête de pluie sont édités et lus, de sorte que le moment des vibrations ressemble plus à l’autre stimulus, la réponse hachurée se déplace dans la direction attendue: plus élevée pour des vibrations plus ressemblant à des serpents, plus faible pour des vibrations plus ressemblant à la pluie (Warkentin et al. 2006). Les têtards entrent d’abord dans l’eau à l’éclosion, déplaçant leur habitat d’aérien à aquatique à mesure qu’ils tombent des feuilles en surplomb auxquelles la couvée d’œufs était fixée (Pyburn, 1963). S’ils ne sont pas perturbés par les serpents, les embryons ont tendance à retarder l’éclosion jusqu’à l’âge d’environ sept jours, car les larves plus développées sont moins vulnérables aux prédateurs aquatiques tels que les crevettes et les poissons (Warkentin, 1995; Warkentin, 2005).

Les embryons d’Agalychnis callidryas en développement sont également fréquemment vulnérables à la prédation par plusieurs espèces différentes de guêpes polybides (Warkentin 2000b; Warkentin et al. 2006). La prédation par les guêpes, comme la prédation par les serpents, induit une éclosion précoce et rapide des embryons d’Agalychnis callidryas (Warkentin, 2000b). Fait intéressant, le nombre d’embryons qui éclosent est différent, selon le scénario de prédation. Warkentin (2000b) rapporte que les embryons éclosent individuellement ou en petits groupes (ceux saisis par une guêpe, plus parfois les voisins les plus proches) en réponse aux guêpes, qui consomment un seul embryon à la fois, tandis que les embrayages entiers éclosent en réponse aux serpents, qui mangent des embrayages entiers.

Une vidéo présentant le travail de Karen Warkentin est disponible.

L’infection fongique des couvées d’œufs d’Agalychnis callidryas par un ascomycète filamenteux (famille des Phaeosphaeriaceae) induit également une éclosion précoce (Warkentin et al. 2001). Alors que les œufs des couvées non infectées éclosent dans un ordre spatialement aléatoire, l’éclosion des couvées infectées n’est pas aléatoire (Warkentin et al. 2001). Dans les couvées infectées, les œufs qui sont spécifiquement en contact direct avec les hyphes fongiques éclosent tôt s’ils ont au moins cinq jours (Warkentin et al. 2001). Les œufs vides adjacents peuvent former une “barrière” que le champignon ne traverse généralement pas, permettant aux embryons restants de continuer à se développer dans la couvée (Warkentin et al. 2001). Contrairement à l’éclosion immédiate et synchrone en réponse à une attaque de serpent ou de guêpe, les couvées infectées par des champignons qui sont à un stade de développement suffisant éclosent sur une période de jours, mais à un âge moyen plus jeune que les couvées saines (Warkentin et al. 2001).

Les larves d’Agalychnis callidryas ont des branchies externes inhabituellement grandes et élaborées pour les anoures, constituées d’un tronc branchial de chaque côté du corps, avec une rangée de filaments ramifiés (Pyburn, 1963). La présence de grandes branchies élaborées est susceptible d’indiquer une limitation de l’oxygène tout au long du développement, d’autant plus que les embryons de cette espèce se développent dans de grands œufs étroitement emballés dans des conditions assez chaudes (Warkentin, 2000a). Les larves montrent une perte de branchies externes extrêmement rapide à l’éclosion, et une régression importante des branchies se produit aussi rapidement que trois minutes après l’éclosion (Warkentin, 2000a). Les têtards nouvellement éclos respirent par des branchies internes, ainsi que par voie cutanée (Warkentin, 2000a). Il a été démontré expérimentalement que l’augmentation de l’oxygène disponible dans l’environnement à la sortie de l’œuf est le principal stimulus de la perte de branchies externes chez cette espèce, le processus d’éclosion lui-même jouant un rôle secondaire dans le déclenchement de la perte de branchies (Warkentin, 2000a). Puisque la présence de branchies externes crée une traînée dans l’eau (Dudley et al. 1991), la perte rapide des branchies au moment où ces têtards entrent pour la première fois dans l’eau peut améliorer les performances de nage, ce qui pourrait permettre la survie en cas d’exposition à des prédateurs aquatiques (Warkentin, 2000a). Chez cette espèce (et probablement d’autres anoures à branchies externes), la perte de branchies externes à l’éclosion semble être médiée par les prostaglandines de la famille E, ou PGEs (Warkentin et Wassersug, 2001). En revanche, la perte des branchies internes est médiée par l’hormone thyroïdienne au moment de la métamorphose (Shi 2000).

Les têtards de grenouilles aux yeux rouges se suspendent verticalement dans la colonne d’eau pour se nourrir, la tête près de la surface de l’eau (Savage, 2002). Ce sont principalement des filtreurs à colonne d’eau (Vonesh et Warkentin, 2006). Gray et Nishikawa (1995) ont signalé qu’en laboratoire, Agalychnis callidryas, adulte, préférait les grillons et les papillons de nuit comme proies. A notre connaissance, aucune étude de terrain n’a encore été publiée sur le régime alimentaire des adultes de cette espèce.

Les œufs d’Agalychnis callidryas sont vulnérables à la prédation par des serpents arboricoles (comme la couleuvre à yeux de chat, Leptodeira septentrionalis), plusieurs espèces de guêpes polybides (en particulier Polybia rejecta), des singes et des larves de mouches (Hirtodrosophila batracida) (Warkentin, 1995; Warkentin, 2000b; Warkentin et al. 2001; Warkentin et coll. 2006). De plus, les œufs sont sensibles à la mortalité due à une infection fongique par un ascomycète filamenteux (famille des Phaeosphaeriaceae) (Warkentin et al. 2001). Les têtards peuvent être la proie de prédateurs aquatiques tels que les crevettes (Macrobrachium americanum) et les poissons (Brachyraphis rhabdophora) (Warkentin, 1995), ainsi que des punaises d’eau géantes se nourrissant sous la surface de l’eau (Belostoma sp.) (Vonesh et Warkentin 2006). Les grenouilles nouvellement métamorphosées peuvent être consommées par les araignées aquatiques qui se nourrissent à la surface de l’eau ou au-dessus de celle-ci (Thaumasia sp.) (Vonesh et Warkentin 2006). Les prédateurs des grenouilles arboricoles juvéniles et adultes aux yeux rouges comprennent les serpents (Warkentin, 1995), ainsi que les oiseaux et les chauves-souris (Leenders, 2001).

Bien que les grenouilles phyllomédusines (reproductrices de feuilles) n’aient pas le même type de composés hautement toxiques que d’autres grenouilles aux couleurs vives telles que les dendrobatides, leur peau contient des niveaux élevés de peptides biologiquement actifs (Mignogna et al. 1997). Il a été démontré que la peau d’Agalychnis callidryas contient cinq familles différentes de peptides biologiquement actifs : les tachykinines, les bradykinines, la caéruléine, les peptides opioïdes (dermorphine et dermorphine) et la sauvagine (Mignogna et al. 1997).

En plus des larves capables de détecter les vibrations, il a maintenant été démontré que les grenouilles mâles adultes aux yeux rouges utilisent également la signalisation vibrationnelle, dans les interactions agressives mâles-mâles (Caldwell et al., 2010). Les auteurs soulignent que les vibrations du substrat peuvent être beaucoup plus importantes dans la communication des vertébrés arboricoles que ce qui avait été réalisé précédemment. Pendant les concours sur les femelles, les grenouilles mâles aux yeux rouges émettent des cris de “rire” et effectuent des démonstrations de tremblements en secouant rapidement une branche avec leurs pattes arrière. Les tremblements ne se produisaient que lorsque deux mâles se trouvaient à moins de 2 m l’un de l’autre ou sur la même plante, et étaient souvent immédiatement suivis d’une lutte. Pour vérifier si les vibrations étaient importantes, diverses combinaisons d’affichages ont été réalisées à l’aide d’une grenouille robotique sur un cadre en bois près d’une branche occupée par une grenouille vivante, plus un shaker sur la branche où la grenouille vivante était assise. Dans certains tests, la grenouille robotique s’est déplacée de haut en bas, pour un affichage visuel, mais aucune secousse de branche n’a été effectuée; dans d’autres, la branche a vibré mais la grenouille robotique n’a pas bougé; et dans certains tests, des affichages visuels et vibrationnels ont été réalisés. Les mâles vivants ont réagi agressivement à toutes les manifestations, visuelles et vibratoires, mais n’ont secoué leur propre branche que lorsque des vibrations ont été ressenties par le secoueur (Caldwell et al. 2010).

Tendances et menaces
Cette espèce peut tolérer certaines modifications de son habitat, par exemple dans les zones où des coupes sélectives ont été effectuées, mais on pense qu’elle ne peut pas vivre là où la forêt a été fortement dégradée (Stuart et al. 2008). Cependant, McCranie et coll. (2003) rapportent avoir trouvé des œufs et des têtards d’Agalychnis callidryas dans une grande variété de sites de reproduction au Honduras, dont certains dans des zones fortement déboisées (voir la section sur le cycle biologique ci-dessus pour une description).

Les cinq espèces d’Agalychnis (A. annae, A. callidryas, A. moreletii, A. saltator et A. spurrelli) sont désormais sous la protection de la CITES, en vertu de l’Annexe II (au 21 mars 2010). Au cours de la dernière décennie, les États-Unis à eux seuls ont importé 221 960 grenouilles Agalychnis, selon le Réseau de survie des espèces (SSN).

Relation avec l’homme
Les grenouilles aux yeux rouges sont populaires dans le commerce des animaux de compagnie et peuvent être élevées en captivité dans des conditions appropriées.

Le nombre de chromosomes diploïdes est de 26 chez Agalychnis callidryas (Duellman et Cole, 1965).

Un compte des espèces en langue espagnole est disponible sur le site Web de l’Instituto Nacional de Biodiversidad (INBio).

Briggs, V. S. (2008). “Modèles d’accouplement de grenouilles aux yeux rouges, Agalychnis callidryas et A. moreletii.”Éthologie, 114, 489-498.

Caldwell, M. S., Johnston, G. R., McDaniel, J. G., et Warkentin, K. M. (2010). “Signalisation vibrationnelle dans les interactions agonistiques des arbres aux yeux rouges.”Biologie actuelle, doi: 10.1016 / j. cub.2010.03.069.

Cohen, K.L., Seid, M.A., Warkentin, K.M., (2016). “Comment les embryons échappent au danger: le mécanisme de l’éclosion rapide et en plastique chez les grenouilles aux yeux rouges.”Journal de biologie expérimentale, 219, 1875-1883.

Cope, Éd. (1862). “Catalogue des reptiles obtenus lors des explorations des fleuves Parana, Paraguay, Vermejo et Uruguay, par le capitaine Thos. J. Page, U.S.N., et de ceux achetés par le Lieut. N. Michler, Top américain. Eng., Commandant de l’expédition menant l’enquête.”Actes de l’Académie des sciences naturelles de Philadelphie, 14, 346-359.

D’Orgeix, C. A., et Turner, B. J. (1995). “Paternité multiple dans l’arbre aux yeux rougesfrog Agalychnis callidryas (Cope).”Écologie moléculaire, 4, 505-508.

Donnelly, M., et Guyer, C. (1994). “Patterns of reproduction and habitat use in an assemblage of Neotropical hylid frogs.”Œcologie, 98, 291-302.

Dudley, R., King, V. A., et Wassersug, R. J. (1991). “Les implications de la forme et de la métamorphose pour les forces de traînée sur un têtard d’étang généralisé (Rana catesbeiana).” Copeia, 1991, 252-257.

Duellman, W.E. (1967). “Mécanismes d’isolement de la parade nuptiale chez les grenouilles hylidées du Costa Rica.”Herpetologica, 23(3), 169-183.

Duellman, W.E. (1963). “Amphibiens et reptiles de la forêt tropicale du sud d’El Petén, Guatemala.”Publications de l’Université du Kansas, Musée d’histoire naturelle, 15, 205-249.

Duellman, W.E. (2001). Les Grenouilles Hylidées d’Amérique centrale. Société pour l’étude des Amphibiens et des Reptiles, Ithaca, New York.

Duellman, W. E., et Cole, C. J. (1965). “Studies of chromosomes of some anuran amphibians.”Zoologie systématique, 14 (2), 139-143.

Fouquette, M. J., Jr. (1968). “Certaines grenouilles hylidées de la zone du canal, avec une référence particulière à la structure d’appel.” Caribbean Journal of Science, 6 (3-4), 167-172.

Gray, L.A., et Nishikawa, K.C. (1995). ” Cinématique d’alimentation des grenouilles phylloméduses.”The Journal of Experimental Biology, 198, 457-463.

Gray, L.A. et Rand, A.S. (1997). “Un refrain du lever du jour dans la grenouille, Agalychnis callidryas.”Journal d’herpétologie, 31 (3), 440-441.

Leenders, T. (2001). Un Guide des Amphibiens et des Reptiles du Costa Rica. Zone tropicale, Miami.

McCranie, J. R., Wilson, L. D. et Townsend, J. H. (2003). “Agalychnis callidryas (Arbre aux yeux rouges). Reproduction.”Revue herpétologique, 34(1), 43.

Mignogna, G., Severina, C., Erspamer, G. F., Siciliano, R., Kreil, G. et Barra, D. (1997). “Tachykinines et autres peptides biologiquement actifs de la peau de la grenouille phylloméduside costaricienne Agalychnis callidryas.”Peptides, 18 (3), 367-372.

Pyburn, O. F. (1963). “Observations sur le cycle de vie de l’arbrisseau, Phyllomedusa callidryas (Cope).” Journal des sciences du Texas, 15, 155-170.

Pyburn, W. F. (1964). “Comportement de reproduction de la grenouille-feuille, Phyllomedusa callidryas, dans le sud de Veracruz.”The American Philosophical Society Yearbook, 1964, 291-294.

Pyburn, W. F. (1970). “Comportement de reproduction des grenouilles à feuilles Phyllomedusa callidryas et Phyllomedusa dacnicolor au Mexique.” Copéia, 2, 209-218.

Roberts, W.E. (1994). ” Agrégations explosives de reproduction et parachutisme chez une grenouille néotropicale, Agalychnis saltator (Hylidae).”Journal d’herpétologie, 28 (2), 193-199.

Ruiz-Carranza, P.M., Ardila-Robayo, M.C., et Lynch, J.D (1996). “Lista actualizada de la fauna de Amphibia de Colombia.” Revista de la Academia Colombiana de Ciencias Exactas, Físicas y Naturales, 20 (77), 365-415.

Savage, J. M. (2002). Les Amphibiens et Reptiles du Costa Rica : une herpétofaune entre deux continents, entre deux mers. Université de Chicago Press, Chicago, Illinois, États-Unis et Londres.

Shi, Y-B. (2000). Métamorphose des Amphibiens : De la Morphologie à la Biologie Moléculaire. Wiley-Liss, Inc., New York.

Starrett, P. (1960). “Descriptions de têtards de grenouilles d’Amérique moyenne.” Miscellaneous Publications Museum of Zoology, Université du Michigan, 110, 5-37.

Stuart, S., Hoffmann, M., Chanson, J., Cox, N., Berridge, R., Ramani, P., Young, B. (dir.) (2008). Amphibiens menacés du monde. Lynx Edicions, UICN et Conservation International, Barcelone, Espagne; Gland, Suisse; et Arlington, Virginie, États-Unis.

Valerio, de notre ère (1971). “Capacité de certains têtards tropicaux à survivre sans eau.” Copeia, 1971 (2), 364-365.

Vonesh, J. R., et Warkentin, K. M. (2006). “Changements de taille opposés à la métamorphose en réponse aux prédateurs larvaires et métamorphiques.”Écologie, 87 (3), 556-562.

Warkentin, K. M. (1995). “Plasticité adaptative en âge d’éclosion: Une réponse aux compromis sur le risque de prédation.” Actes de l’Académie nationale des Sciences, 92, 3507-3510.

Warkentin, K. M. (2000). “Environmental and developmental effects on external gill loss in the Red-Eyed Tree Frog, Agalychnis callidryas.”Zoologie physiologique et biochimique, 73 (5), 557-565.

Warkentin, K. M. (2000). “La prédation par les guêpes et l’éclosion induite par les guêpes d’œufs d’arbres aux yeux rouges.”Comportement animal, 60, 503-510.

Warkentin, K. M. (2002). ” Temps d’éclosion, disponibilité de l’O2 et régression des branchies externes chez le champignon arboricole, Agalychnis callidryas.”Zoologie physiologique et biochimique, 75, 155-164.

Warkentin, K. M. (2005). “Comment les embryons évaluent-ils le risque? Signaux vibratoires dans l’éclosion induite par les prédateurs de grenouilles aux yeux rouges.”Comportement animal, 70, 59-71.

Warkentin, K. M., Buckley, C. R., et Metcalf, K.A. (2006). “Le développement d’œufs de guêpes aux yeux rouges affecte l’efficacité et le choix des guêpes qui se nourrissent d’œufs.”Comportement animal, 71, 417-425.

Warkentin, K. M., Caldwell, M. S., Siok, T. D., D’Amato, A. T. et McDaniel, J. G. (2007). “Flexible information sampling in vibrational assessment of predation risk by red-eyed treefrog embryons.”The Journal of Experimental Biology, 210, 614-619.

Warkentin, K. M., Caldwell, M. S. et McDaniel, J. G. (2006). “Repères temporels dans l’évaluation du risque vibratoire par des embryons de l’arbrisseau aux yeux rouges, Agalychnis callidryas.”Journal de biologie expérimentale, 209, 1376-1384.

Warkentin, K. M., Currie, C. R. et Rehner, S.A. (2001). “Le champignon qui tue les œufs induit l’éclosion précoce des œufs de grenouilles aux yeux rouges.”Écologie, 82 (10), 2860-2869.

Warkentin, K. M., et Wassersug, R. J. (2001). “Les prostaglandines régulent-elles la régression des branchies externes chez les anoures?”Journal of Experimental Zoology, 289, 366-373.

Soumis à l’origine par: Kellie Whittaker (première publication 2007-07-26)
Édité par: Kellie Whittaker, Sierra Raby et David Wake, Michelle Koo (2017-06-15)

Référence du compte d’espèce: AmphibiaWeb 2017 Agalychnis callidryas: Arbre multicolore aux yeux rouges < https://amphibiaweb.org/species/616> Université de Californie, Berkeley, CA, États-Unis. Consulté le 30 décembre 2021.