AmphibiaWeb-Agalychnis callidryas
Descrizione
Agalychnis callidryas, la rana dagli occhi rossi, è una rana snella, colorata, di medie dimensioni. Le femmine misurano fino a 77 mm e i maschi a 59 mm (Savage 2002). Questa rana ha foglia verde a superfici dorsali verde scuro; blu scuro, viola, o fianchi brunastri, con barre verticali o diagonali color crema o giallo; blu o arancione braccia; cosce che sono blu o arancione sulla parte anteriore, posteriore, e superfici ventrali; mani e piedi arancioni, fatta eccezione per le cifre più esterne su ciascuno; un ventrum bianco; e protuberanti occhi rossi, con pupille verticali (Savage 2002; Leenders 2001; Duellman 2001). La parte posteriore è talvolta contrassegnata da deboli linee verdi più scure (specialmente in individui provenienti da Nicaragua o Costa Rica) o piccoli punti bianchi (Duellman 2001). Il numero medio di barre sui fianchi aumenta nella popolazione da nord a sud, con una media di 5,0 barre in Messico e una media di 9,0 barre a Panama (Duellman 2001). In alcune popolazioni della parte centrale dell’areale (Nicaragua e Costa Rica, sul lato caraibico), c’è spesso una striscia giallastra continua e longitudinale che collega le estremità superiori delle barre verticali e separa i fianchi blu dal dorso verde (Duellman 2001).
La pelle è liscia sia dorsalmente che ventralmente (Savage 2002). Agalychnis callidryas ha una testa arrotondata e un muso troncato se visto dall’alto (Duellman 2001). Gli occhi sono grandi e diretti lateralmente (Leenders 2001). Quando questa rana chiude gli occhi, le palpebre inferiori trasparenti contrassegnate da una rete d’oro sono evidenti (Leenders 2001). Ha timpano distinto (Savage 2002). Il corpo è snello e leggermente appiattito (Leenders 2001). Le dita sono corte, circa la metà palmate e hanno dischi moderatamente grandi (Duellman 2001). Le dita sono corte, circa due terzi palmate, e hanno anche dischi moderatamente grandi che sono quasi grandi come quelli sulle dita, con una piega stretta che va dal tallone al disco del quinto dito (Duellman 2001; Savage 2002). I maschi adulti hanno fessure vocali appaiate e un singolo sacco vocale subgulare mediano interno, così come un cuscinetto nuziale spinoso bruno grigiastro alla base di ogni pollice (Savage 2002).
I giovani ranuncoli (almeno di Panama) sono in grado di cambiare colore; sono verdi di giorno e passano al violaceo o al bruno rossastro di notte (Pyburn 1963). Inoltre, i giovani ranuncoli hanno occhi gialli piuttosto che rossi e hanno fianchi di colore più chiaro privi di barre biancastre (Pyburn 1963). La colorazione degli occhi rossi appare prima alla periferia dell’occhio a circa due settimane dopo la metamorfosi, e per un periodo di diversi giorni si diffonde verso l’interno per rendere l’iride completamente rossa (Starrett 1960).
I girini di Agalychnis callidryas sono grandi, con un corpo robusto che può misurare 48 mm di lunghezza totale allo stadio 34 (Savage 2002). La coda e le pinne caudali sono di dimensioni moderate, con la punta della coda che si restringe a un sottile flagello (Savage 2002). Lo spiracolo è sinistrale e lateroventrale, mentre lo sfiato è destrale (Savage 2002). Gli occhi e le narici sono dorsolaterali (Savage 2002). La bocca è anteroventrale, con un disco orale piccolo e completo, becchi seghettati e due file superiori più tre inferiori di dentelli (Savage 2002; Duellman 2001). La fila di denticoli appena sopra la bocca ha un piccolo spazio medialmente (Savage 2002). Le papille labiali sono presenti sul labbro inferiore in una o tre file laterali e ventrali alla bocca, e sul labbro superiore in una o due file laterali alla bocca, ma mancano direttamente sopra la bocca (Duellman 2001). Il corpo del girino è grigio oliva dorsalmente, sfumando in un grigio bluastro punteggiato di marrone oliva sui lati e sulle parti inferiori (Duellman 2001). La muscolatura caudale larvale è marrone chiaro grigiastro mentre le pinne caudali sono trasparenti, ma entrambe sono macchiate di grigio scuro (Duellman 2001).
Distribuzione e Habitat
distribuzione per Paese da AmphibiaWeb database: Belize, Colombia, Costa Rica, Guatemala, Honduras, Messico, Nicaragua, Panama
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Le rane dagli occhi rossi sono distribuite dal Messico (Yucatán) a Panama, con un rapporto isolato dai Giardini botanici di Cartagena in Colombia (Savage 2002; Ruiz-Carranza et al. 1996). Abitano foreste umide, principalmente in pianura e talvolta su pendii premontani fino a 1.250 m (Leenders 2001).
Storia della vita, abbondanza, attività e comportamenti speciali
Agalychnis callidryas è nocturnally attivo. Questa rana è arboricola e si rifugia sul lato inferiore di una foglia larga durante il giorno e durante la stagione secca, con gli arti piegati sotto il corpo (Leenders 2001). È stato trovato anche nelle bromelie, anche se questo sembra essere raro (Duellman 2001). Questa specie è abbondante in habitat adatto (Stuart et al. 2008).
La riproduzione avviene durante la stagione delle piogge (fine maggio-novembre), a partire dalle prime piogge (Pyburn 1970). L’accoppiamento avviene durante tutta la stagione delle piogge, ma è particolarmente frequente in giugno, e occasionalmente raggiunge nuovamente il picco in ottobre (Donnelly e Guyer 1994). Agalychnis callidryas preferisce generalmente piscine tranquille di acqua con vegetazione a strapiombo come siti di riproduzione (ma vedere il paragrafo seguente per altri tipi di siti utilizzati); le piscine possono essere permanenti, stagionali ma di lunga durata o temporanee (Warkentin et al. 2001; Pyburn 1970). I maschi fanno chiamate aggressive, per scoraggiare altri maschi dall’intrusione nei loro territori, e chiamate pubblicitarie, per attirare le femmine (Gray e Rand 1997). La chiamata aggressiva suona come una risatina morbida, e la chiamata pubblicitaria è un “chack” o “chack-chack”, ripetuto ad intervalli di 8-60 secondi (Duellman 1967; Pyburn 1970; Duellman 2001). La frequenza di chiamata dominante varia da 1,5 a 2,5 kHz (Grigio e Rand 1997). La chiamata inizia al crepuscolo ed è più frequente la sera, specialmente durante le piogge, poiché i maschi fanno pubblicità per i compagni (Pyburn 1970). Tuttavia, Agalychnis callidryas è stato anche segnalato per partecipare a un breve coro di chiamate pubblicitarie all’alba, ad un tasso di chiamata molto più alto rispetto ai cori pubblicitari serali o mattutini (Gray and Rand 1997; Duellman 2001). Nelle notti asciutte, i maschi chiamano da posatoi più alti nella chioma degli alberi (Pyburn 1970). Nelle notti più umide, o quando gli stagni sono pieni, i maschi iniziano a chiamare da terra e da piccoli alberi e cespugli vicino ai bordi di stagni o stagni (Pyburn 1970). Le chiamate sono generalmente fatte da posatoi orizzontali su foglie o rami, anche se occasionalmente vengono utilizzati posatoi verticali su steli (Pyburn 1970). I maschi si muovono frequentemente durante la chiamata, cambiando sia le loro posizioni che la direzione della chiamata (Pyburn 1970). Se le precipitazioni o le condizioni del livello dell’acqua sono sufficienti, i maschi scendono verso i siti di riproduzione sul bordo dell’acqua e continuano a chiamare (Savage 2002). Le femmine scendono dal baldacchino, si avvicinano ai maschi chiamati selezionati in linea retta e permettono all’amplesso di avvenire (Pyburn 1970). La discesa avviene generalmente lentamente a mano a mano, ma il paracadutismo è stato osservato anche in questa specie, sia in natura (Pyburn 1964), sia in prove sperimentali (Roberts 1994).
Una volta amplificato, una femmina porterà il maschio amplificante in acqua e vi rimarrà per circa dieci minuti (Pyburn 1970; D’Orgeix e Turner 1995). Pyburn (1970) ha condotto esperimenti che dimostrano che lo scopo di questo comportamento è quello di consentire alla femmina di assorbire acqua attraverso la sua pelle, nella sua vescica, al fine di rendere la massa gelatinosa che circonda la frizione delle uova (Pyburn 1970). La coppia di amplettanti si sposta quindi sugli alberi, mentre la femmina cerca un sito appropriato di deposizione delle uova sulla vegetazione a strapiombo sull’acqua (Pyburn 1970; D’Orgeix e Turner 1995). Le uova sono generalmente depositate sul lato superiore (Pyburn 1970) o sul lato inferiore (Fouquette 1968) di una foglia larga, alta quanto 12 piedi sopra l’acqua (Fouquette 1968). Si preferiscono piante e alberi robusti sul bordo dell’acqua, ma la deposizione delle uova può avvenire anche sulla vegetazione emergente (Pyburn 1970). Le frizioni di uova possono anche occasionalmente essere depositate su substrati come rami o fili di recinzione (Pyburn 1970). Molto raramente le uova saranno depositate sul terreno (Pyburn 1970). Questa specie è stato anche segnalato per fare a volte uso di una grande varietà di altri tipi di siti, come ad esempio depressioni piene d’acqua fatte da animali umani e da soma, completamente privo di vegetazione a strapiombo; viti e piccoli alberi a strapiombo cavità di acqua in alberi caduti; passiflora viti che crescono sopra un filo d’acqua da una penna di maiale; o attaccando le uova alla superficie interna dei dispositivi di raccolta dell’acqua (McCranie et al. 2003). Occasionalmente si trovano frizioni con foglie parzialmente o completamente piegate sopra le uova (Duellman 2001). Se il sito di deposizione è in cima a una foglia, i genitori possono proteggere la frizione dal sole e dai predatori piegando il bordo della foglia, dove aderisce alla massa gelatinosa appiccicosa che circonda le uova (Leenders 2001). Altre rane fogliare (Phyllomedusa iheringi, P. hypochondrialis, e P. sauvagii) proteggono le loro frizioni all’interno di foglie piegate (Pyburn 1970). Tuttavia, Duellman (2001) avverte che per Agalychnis callidryas, la piegatura occasionale può essere dovuta all’attaccamento delle uova a particolari tipi di foglie più inclini al curling, poiché né lui né altri (ad esempio Pyburn) hanno osservato questa specie che arriccia attivamente le foglie durante la deposizione delle uova. Pyburn (1970), infatti, menziona specificamente che Agalychnis callidryas depone le sue uova su foglie aperte, in contrasto con altre rane fillomedusine.
La fecondazione avviene immediatamente dopo la deposizione delle uova (Leenders 2001). Occasionalmente coppie di amplettori vengono attaccate da singoli maschi, mentre l’intruso tenta di sloggiare il primo maschio o attaccarsi al fianco o sulla schiena del primo maschio (Pyburn 1970; D’Orgeix e Turner 1995). Questa strategia a volte riesce, poiché l’analisi molecolare ha confermato che si verifica una paternità multipla e che il secondo maschio può contribuire in modo significativo alla fecondazione in natura (D’Orgeix e Turner 1995). Briggs (2008) ha condotto prove di dislocamento maschile, in cui un maschio di almeno 5 mm più lungo in SVL è stato inserito in un secchio da 5 galloni coperto con una coppia recentemente amplificata e controllato ogni ora con luce rossa, ma non ha trovato acquisizioni maschili. Nel corso di un periodo di studio di tre anni, Briggs (2008) ha riferito che i modelli di accoppiamento variavano; le raganelle dagli occhi rossi hanno mostrato prove di accoppiamento assortativo in uno dei tre anni e prove di grande vantaggio di accoppiamento maschile in un altro dei tre anni (l’anno più secco).
Le frizioni sono costituite da circa 40 uova verdi, ciascuna circondata da un rivestimento trasparente di gelatina, con ogni uovo che ha un diametro di circa 3,7 mm alla deposizione delle uova e 5,2 mm quando è abbastanza maturo da schiudersi (Pyburn 1963; Warkentin 2000a; Warkentin 2002). L’intera frizione è di per sé circondata da più gelatina, che è appiccicosa e serve ad aderire la frizione al substrato e ad impedire l’essiccamento (Pyburn 1963; Pyburn 1970; Warkentin et al. 2006). Il colore del tuorlo è coerente all’interno delle frizioni, ma varia tra le frizioni, dalla crema all’oro al turchese al verde lime (Warkentin et al. 2006); man mano che le frizioni invecchiano, il tuorlo cambia colore dal verde pallido al giallo (Duellman 2001). Le femmine possono deporre più frizioni (fino a cinque) in una sola notte (Pyburn 1970). Tra le frizioni, la femmina porta di nuovo il maschio amplettante nell’acqua mentre si reidrata (D’Orgeix e Turner 1995). È probabile che l’ovulazione si verifichi due volte durante la stagione riproduttiva, dato che le femmine gravide contenenti uova ovulate hanno anche trovato un numero uguale di uova immature di mezza taglia ancora all’interno dell’ovaio (Duellman 1963; Duellman 2001). Questa osservazione si adatta anche al secondo picco di accoppiamento osservato a volte verso la fine della stagione delle piogge (Donnelly e Guyer 1994). Il successo della fecondazione è alto, con Briggs (2008) che nota la fecondazione al 100% in 54 delle frizioni sperimentali 56 e riferisce che questo non differiva dalle sue osservazioni sul campo.
Poiché le frizioni delle uova sono attaccate alla vegetazione che sovrasta l’acqua, i girini da cova generalmente cadono nell’acqua sottostante non appena si schiudono (Pyburn 1963). Quindi la schiusa comporta uno spostamento dell’habitat, dall’aereo all’acquatico, con un concomitante cambiamento nella serie di potenziali predatori e pressioni di selezione (Warkentin 1995). Occasionalmente, anche i girini da cova possono cadere a terra (Pyburn 1970). I girini sono in grado di vivere senza acqua fino a 20 ore (Valerio 1971). Quelli che cadono a terra o rimangono attaccati alla foglia possono ancora sopravvivere se una pioggia successiva li lava in acqua stagnante, o se sono in grado di lanciarsi nell’acqua sbattendo con la coda (Pyburn 1963; Pyburn 1970).
Agalychnis callidryas mostra una notevole plasticità adattiva nei tempi di schiusa (Warkentin 1995). Nelle frizioni indisturbate, gli embrioni si sviluppano essenzialmente in modo sincrono ma si schiudono in modo asincrono, da sei a dieci giorni dopo la deposizione delle uova (Warkentin 1995; Warkentin 2005). La maggior parte degli embrioni indisturbati si schiuderà a circa sette giorni, con la popolazione in studio a Panama che cova in media a circa 6 – 7 giorni e la popolazione in studio in Costa Rica che cova a circa 7 – 8 giorni (Warkentin 2005). Tuttavia, se disturbati, gli embrioni di Agalychnis callidryas possono subire una schiusa precoce e relativamente sincrona, già 4 giorni a Panama (Warkentin 2000b) o 5 giorni in Costa Rica (Warkentin 1995). La schiusa accelerata può verificarsi in intere frizioni o piccoli gruppi di uova all’interno di una frizione, in risposta ad almeno quattro diversi rischi naturali: attacco di serpente (Warkentin 1995), attacco di vespa (Warkentin 2000b), infestazione da funghi (Warkentin et al. 2001), e inondazioni o sommersioni (Pyburn 1963; Warkentin 2002). L’ipossia da esposizione a miscele di gas ipossici induce anche la schiusa precoce (Warkentin 2002). L’attacco fungoso, l’inondazione e l’ipossia provocano una schiusa precoce più graduale rispetto alla minaccia immediata di predazione (Warkentin 2000b).
La decisione di schiudersi è una decisione comportamentale poiché è richiesto un movimento altamente energetico; gli embrioni che rimangono immobili non si schiudono, anche se hanno raggiunto uno stadio di sviluppo appropriato (Warkentin 1995; Warkentin et al. 2001). Il disturbo meccanico è sia sufficiente che necessario per indurre una schiusa rapida e sincrona, poiché il contatto simultaneo e il jiggling delle uova colpendo la pinza nella gelatina circostante provocano una schiusa rapida (Warkentin 1995). Tuttavia, gli embrioni di Agalychnis callidryas non rispondono a tutti i disturbi meccanici mediante schiusa rapida (Warkentin 1995). Gli embrioni di cinque giorni sono insensibili ai movimenti del substrato fogliare causati semplicemente toccando le mani di gelatina di uova, o raccogliendo e trasportando frizioni di uova, o anche forti venti e forti piogge (Warkentin 1995). La plasticità nei tempi e nella sincronizzazione della schiusa, in particolare la schiusa precoce, non è quindi semplicemente una risposta all’intensità dello stimolo meccanico (Warkentin 2000b), né è una risposta a segnali visivi o chimici da predatori di serpenti o vespe, o segnali come la bagnatura della frizione dalla precipitazione (Warkentin 2005). Piuttosto, gli esperimenti hanno dimostrato che gli embrioni di rana dagli occhi rossi valutano il modello temporale delle vibrazioni trasmesse dal substrato quando prendono la decisione di schiudersi (Warkentin 2005; Warkentin et al. 2006; Warkentin et al. 2007). Inoltre, non si schiudono al più presto possibile dopo la stimolazione, ma aspettano alcuni secondi o minuti per valutare le informazioni prima di decidere di schiudersi (Warkentin et al. 2007).
Cohen et al. (2016) ha dimostrato che gli embrioni arborei di Agalychnis callidryas possono schiudersi molto rapidamente (6,5 – 49 secondi) per sfuggire agli attacchi dei serpenti. Hanno identificato tre fasi di schiusa: scuotimento e apertura pre-rottura, rottura della membrana vitellina vicino al muso e percosse muscolari per sfuggire. La microscopia elettronica ha rivelato ghiandole da cova densamente raggruppate sul muso che sono piene di vescicole che rilasciano rapidamente il loro contenuto alla schiusa. La caratterizzazione dell’enzima di schiusa postulato rimane da realizzare. Studi comparativi delle ghiandole dovrebbero rivelare differenze tra taxa per determinare se questo o altri nuovi meccanismi sono impiegati.
È disponibile un video clip di embrioni di Agalychnis callidryas sottoposti a schiusa accelerata derivante dall’attacco del serpente. Gli embrioni di Agalychnis callidryas in via di sviluppo sono comunemente predati dai serpenti (ad es., Leptodeira septentrionalis) (Warkentin 1995). L’attacco del serpente induce gli embrioni a schiudersi fino al 30% in anticipo (già cinque giorni dopo la deposizione delle uova), rapidamente (in pochi secondi o minuti) e in modo relativamente sincrono, poiché l’intera frizione si schiude in pochi minuti piuttosto che in diversi giorni (Warkentin 1995). Gli embrioni sono in grado di distinguere tra l’evento potenzialmente letale di un attacco di serpente e l’evento relativamente non pericoloso di un temporale dalla durata e dalla tempistica delle vibrazioni risultanti (Warkentin et al. 2006). Quando le registrazioni vibrazionali prodotte da un attacco di serpente o da un temporale vengono modificate e riprodotte, in modo tale che la tempistica delle vibrazioni assomigli più strettamente all’altro stimolo, la risposta alla schiusa si sposta nella direzione prevista: più alta per vibrazioni più simili a serpenti, più bassa per vibrazioni più simili alla pioggia (Warkentin et al. 2006). I girini entrano per la prima volta nell’acqua alla schiusa, spostando il loro habitat da aereo a acquatico mentre cadono dalle foglie sporgenti a cui era attaccata la frizione dell’uovo (Pyburn 1963). Se indisturbati dai serpenti, gli embrioni tendono a ritardare la schiusa fino all’età di circa sette giorni, perché le larve più sviluppate sono meno vulnerabili ai predatori acquatici come gamberetti e pesci (Warkentin 1995; Warkentin 2005).
Gli embrioni di Agalychnis callidryas in via di sviluppo sono anche frequentemente vulnerabili alla predazione da parte di diverse specie di vespe polibide (Warkentin 2000b; Warkentin et al. 2006). La predazione della vespa, come la predazione del serpente, induce la schiusa precoce e rapida degli embrioni di Agalychnis callidryas (Warkentin 2000b). È interessante notare che il numero di embrioni che si schiudono è diverso, a seconda dello scenario di predazione. Warkentin (2000b) riferisce che gli embrioni si schiudono individualmente o in piccoli gruppi (quelli afferrati da una vespa, più a volte i vicini più vicini) in risposta alle vespe, che consumano un singolo embrione alla volta, mentre intere frizioni si schiudono in risposta ai serpenti, che mangiano intere frizioni.
È disponibile un video con il lavoro di Karen Warkentin.
L’infezione fungina di Agalychnis callidryas frizioni di uova da un ascomicete filamentoso (famiglia Phaeosphaeriaceae) induce anche la schiusa precoce (Warkentin et al. 2001). Mentre le uova in frizioni non infette si schiudono in un ordine spazialmente casuale, la schiusa in frizioni infette non è casuale (Warkentin et al. 2001). Nelle frizioni infette, quelle uova che sono specificamente in contatto diretto conph fungine si schiuderanno presto se hanno almeno cinque giorni (Warkentin et al. 2001). Le uova vuote adiacenti possono formare una” barriera ” che il fungo non attraversa tipicamente, permettendo agli embrioni rimanenti di continuare a svilupparsi all’interno della frizione (Warkentin et al. 2001). In contrasto con la schiusa immediata e sincrona in risposta all’attacco di serpenti o vespe, le frizioni infette da funghi che si trovano in una fase sufficiente di sviluppo si schiudono per un periodo di giorni, ma ad un’età media più giovane rispetto alle frizioni sane (Warkentin et al. 2001).
Le larve di Agalychnis callidryas hanno branchie esterne insolitamente grandi ed elaborate per gli anuri, costituite da un tronco branchiale su ciascun lato del corpo, con una fila di filamenti ramificati (Pyburn 1963). È probabile che la presenza di branchie grandi ed elaborate indichi una limitazione dell’ossigeno durante tutto lo sviluppo, soprattutto perché gli embrioni di questa specie si sviluppano in uova grandi e strettamente imballate in condizioni abbastanza calde (Warkentin 2000a). Le larve mostrano una perdita branchiale esterna sorprendentemente rapida alla schiusa, con una sostanziale regressione branchiale che si verifica fino a tre minuti dopo la schiusa (Warkentin 2000a). I girini appena nati respirano attraverso le branchie interne ,così come cutaneously (Warkentin 2000a). L’aumento dell’ossigeno disponibile per l’ambiente all’uscita dell’uovo è stato dimostrato sperimentalmente come lo stimolo primario per la perdita di branchie esterne in questa specie, con il processo di schiusa stesso che gioca un ruolo secondario nell’innescare la perdita di branchie (Warkentin 2000a). Poiché la presenza di branchie esterne crea resistenza nell’acqua (Dudley et al. 1991), la rapida perdita delle branchie nel momento in cui questi girini entrano per la prima volta in acqua può migliorare le prestazioni del nuoto, il che potrebbe consentire la sopravvivenza all’esposizione ai predatori acquatici (Warkentin 2000a). In questa specie (e probabilmente in altri anuri con branchie esterne), la perdita di branchie esterne alla schiusa sembra essere mediata dalle prostaglandine della famiglia E, o PGE (Warkentin e Wassersug 2001). Al contrario, la perdita delle branchie interne è mediata dall’ormone tiroideo al momento della metamorfosi (Shi 2000).
Girini di Raganelle dagli occhi rossi si sospendono verticalmente nella colonna d’acqua per nutrirsi, con teste vicino alla superficie dell’acqua (Savage 2002). Sono principalmente alimentatori di filtri a colonna d’acqua (Vonesh e Warkentin 2006). Gray e Nishikawa (1995) hanno riferito che in laboratorio, gli adulti Agalychnis callidryas preferivano grilli e falene come prede. A nostra conoscenza, nessuno studio sul campo è stato ancora pubblicato sulla dieta degli adulti di questa specie.
Uova di Agalychnis callidryas, sono vulnerabili alla predazione da parte di serpenti arboricoli (come il gatto dagli occhi di serpente, Leptodeira septentrionalis), diverse specie di polybid vespe (in particolare Polybia rejecta), scimmie, e di larve di mosca (Hirtodrosophila batracida) (Warkentin 1995; Warkentin 2000b; Warkentin et al. 2001; Warkentin et al. 2006). Inoltre, le uova sono suscettibili alla mortalità da infezione fungina da un ascomicete filamentoso (famiglia Phaeosphaeriaceae) (Warkentin et al. 2001). I girini possono essere predati da predatori acquatici come gamberetti (Macrobrachium americanum) e pesci (Brachyraphis rhabdophora) (Warkentin 1995), così come insetti acquatici giganti che si nutrono sotto la superficie dell’acqua (Belostoma sp.) (Vonesh e Warkentin 2006). Le froglets appena metamorfosate possono essere consumate dai ragni acquatici che vanno a foraggiare o sopra la superficie dell’acqua (Thaumasia sp.) (Vonesh e Warkentin 2006). Tra i predatori delle raganelle giovani e adulte dagli occhi rossi ci sono i serpenti (Warkentin 1995), gli uccelli e i pipistrelli (Leenders 2001).
Sebbene le rane di fillomedusina (riproduzione di foglie) non abbiano lo stesso tipo di composti altamente tossici di altre rane dai colori vivaci come i dendrobatidi, la loro pelle contiene alti livelli di peptidi biologicamente attivi (Mignogna et al. 1997). La pelle di Agalychnis callidryas ha dimostrato di contenere cinque diverse famiglie di peptidi biologicamente attivi: tachichinine, bradichinine, caeruleina, peptidi oppioidi (dermorfina e dermorfina) e sauvagine (Mignogna et al. 1997).
Oltre alle larve in grado di percepire le vibrazioni, è stato ora dimostrato che le rane degli alberi dagli occhi rossi maschi adulti usano anche la segnalazione vibrazionale, nelle interazioni aggressive maschio-maschio (Caldwell et al., 2010). Gli autori sottolineano che le vibrazioni del substrato possono essere molto più importanti nella comunicazione da parte dei vertebrati arboricoli di quanto non fosse stato precedentemente realizzato. Durante i concorsi sopra le femmine, maschio dagli occhi rossi rane degli alberi emettono” ridacchiare ” chiamate ed eseguire tremulation visualizza scuotendo un ramo rapidamente con le zampe posteriori. Tremulazioni si è verificato solo quando due maschi erano entro 2 m l “uno dall” altro o erano sulla stessa pianta, e sono stati spesso immediatamente seguiti da wrestling. Per verificare se le vibrazioni erano importanti, varie combinazioni di display sono state fatte utilizzando una rana robotica su un telaio di legno vicino a un ramo occupato da una rana viva, oltre a uno shaker sul ramo in cui la rana viva sedeva. In alcuni test, la rana robotica si muoveva su e giù, per una visualizzazione visiva, ma non è stato fatto tremare il ramo; in altri, il ramo è stato vibrato ma la rana robotica non si è mossa; e in alcuni test, sono stati realizzati display sia visivi che vibrazionali. I maschi vivi hanno risposto in modo aggressivo a tutti i display, sia visivi che vibrazionali, ma hanno solo scosso il proprio ramo quando le vibrazioni sono state avvertite dallo shaker (Caldwell et al. 2010).
Tendenze e minacce
Questa specie può tollerare alcune modifiche dell’habitat, come nelle aree in cui è stato effettuato il disboscamento selettivo, ma si pensa che non sia in grado di vivere dove la foresta è stata pesantemente degradata (Stuart et al. 2008). Tuttavia, McCranie et al. (2003) rapporto che trova uova e girini di Agalychnis callidryas in un’ampia varietà di siti di riproduzione in Honduras, compresi alcuni in aree fortemente deforestate (vedi la sezione di storia della vita sopra per una descrizione).
Tutte e cinque le specie di Agalychnis (A. annae, A. callidryas, A. moreletii, A. saltator e A. spurrelli) sono ora sotto protezione CITES, nell’Appendice II (al 21 marzo 2010). Negli ultimi dieci anni solo gli Stati Uniti hanno importato 221.960 rane Agalychnis, secondo il Species Survival Network (SSN).
Relazione con gli esseri umani
Le raganelle dagli occhi rossi sono popolari nel commercio di animali domestici e possono essere allevate in cattività in condizioni adeguate.
Il numero diploide di cromosomi è 26 per Agalychnis callidryas (Duellman e Cole 1965).
Un account di specie in lingua spagnola può essere trovato sul sito web dell’Instituto Nacional de Biodiversidad (INBio).
Briggs, V. S. (2008). “Modelli di accoppiamento di alberofrogs dagli occhi rossi, Agalychnis callidryas e A. moreletii.”Etologia, 114, 489-498.
Caldwell, MS, Johnston, G. R., McDaniel, J. G., e Warkentin, K. M. (2010). “Segnalazione vibrazionale nelle interazioni agonistiche delle rane degli alberi dagli occhi rossi.”Current Biology, doi:10.1016 / j.cub.2010.03.069.
Cohen, KL, Seid, MA, Warkentin, KM, (2016). “Come gli embrioni scappano dal pericolo: il meccanismo di schiusa rapida e plastica nelle rane degli alberi dagli occhi rossi.”Journal of Experimental Biology, 219, 1875-1883.
Cope, E. D. (1862). “Catalogue of the reptiles obtained during the explorations of the Parana, Paraguay, Vermejo, and Uruguay Rivers, by Captain Thos. J. Page, U. S. N., e di quelli acquistati da Lieut. N. Michler, U. S. Top. Ing., Comandante della spedizione che conduce il sondaggio.”Proceedings of the Academy of Natural Sciences of Philadelphia, 14, 346-359.
D’Orgeix, CA, and Turner, BJ (1995). “Paternità multipla nell’albero dagli occhi rossifrog Agalychnis callidryas (Cope).”Molecular Ecology, 4, 505-508.
Donnelly, M., e Guyer, C. (1994). “Patterns of reproduction and habitat use in an assemblage of Neotropical hylid rane.”Oecologia, 98, 291-302.
Dudley, R., King, V. A., e Wassersug, R. J. (1991). “The implications of shape and metamorphosis for drag forces on a generalized pond tadpole (Rana catesbeiana).”Copeia, 1991, 252-257.
Duellman, W. E. (1967). “Corteggiamento meccanismi di isolamento in rane hylid Costa Rica.”Herpetologica, 23(3), 169-183.
Duellman, W. E. (1963). “Anfibi e rettili della foresta pluviale del sud El Petén, Guatemala.”University of Kansas Publications, Museum of Natural History, 15, 205-249.
Duellman, W. E. (2001). Le rane Hylid dell’America centrale. Società per lo studio di anfibi e rettili, Itaca, New York.
Duellman, W. E., e Cole, C. J. (1965). “Studi sui cromosomi di alcuni anfibi anurani.”Systematic Zoology, 14(2), 139-143.
Fouquette, M. J., Jr. (1968). “Alcune rane hylid della zona del Canale, con particolare riferimento alla struttura chiamata.”Caribbean Journal of Science, 6 (3-4), 167-172.
Gray, L. A., e Nishikawa, K. C. (1995). “Feeding cinematica di phyllomedusine albero rane.”The Journal of Experimental Biology, 198, 457-463.
Gray, L. A., e Rand, AS (1997). “Un coro all’alba nella rana, Agalychnis callidryas.”Journal of Herpetology, 31(3), 440-441.
Leenders, T. (2001). Una guida per anfibi e rettili del Costa Rica. Zona Tropical, Miami.
McCranie, J. R., Wilson, L. D., e Townsend, J. H. (2003). “Agalychnis callidryas (Alberefrog dagli occhi rossi). Riproduzione.”Erpetological Review, 34 (1), 43.
Mignogna, G., Severina, C., Gpamer, G. F., Siciliano, R., Kreil, G., e Barra, D. (1997). “Tachichinine e altri peptidi biologicamente attivi dalla pelle della rana fillomeduside costaricana Agalychnis callidryas.”Peptides, 18 (3), 367-372.
Pyburn, W. F. (1963). “Observations on the life history of the treefrog, Phyllomedusa callidryas (Cope).”Texas Journal of Science, 15, 155-170.
Pyburn, W. F. (1964). “Comportamento di allevamento della rana foglia, Phyllomedusa callidryas, nel sud di Veracruz.”The American Philosophical Society Yearbook, 1964, 291-294.
Pyburn, W. F. (1970). “Comportamento di allevamento delle rane fogliare Phyllomedusa callidryas e Phyllomedusa dacnicolor in Messico.”Copeia, 2, 209-218.
Roberts, W. E. (1994). “Aggregazioni esplosive di allevamento e paracadutismo in una rana neotropicale, Agalychnis saltator (Hylidae).”Journal of Herpetology, 28(2), 193-199.
Ruiz-Carranza, P. M., Ardila-Robayo, MC, e Lynch, JD (1996). “Lista actualizada de la fauna de Amphibia de Colombia.”Revista de la Academia Colombiana de Ciencias Exactas, Físicas y Naturales, 20 (77), 365-415.
Savage, JM (2002). Gli Anfibi e i rettili del Costa Rica: un’herpetofauna tra due continenti, tra due mari. Università di Chicago Press, Chicago, Illinois, Stati Uniti d’America e Londra.
Shi, Y-B. (2000). Metamorfosi anfibia: dalla morfologia alla Biologia molecolare. Benvenuti, NY.
Starrett, P. (1960). “Descrizioni di girini di rane medio americane.”Miscellaneous Publications Museum of Zoology, University of Michigan, 110, 5-37.
Stuart, S., Hoffmann, M., Chanson, J., Cox, N., Berridge, R., Ramani, P., Young, B. (eds) (2008). Anfibi minacciati del mondo. Lynx Edicions, IUCN, and Conservation International, Barcellona, Spagna; Gland, Svizzera; e Arlington, Virginia, USA.
Valerio, E. V. (1971). “Capacità di alcuni girini tropicali di sopravvivere senza acqua.”Copeia, 1971(2), 364-365.
Vonesh, J. R., e Warkentin, K. M. (2006). “Cambiamenti opposti nelle dimensioni alla metamorfosi in risposta ai predatori larvali e metamorfici.”Ecologia, 87 (3), 556-562.
Warkentin, K. M. (1995). “Adaptive plasticity in cova age: A response to predation risk trade-offs.”Proceedings of the National Academy of Sciences, 92, 3507-3510.
Warkentin, K. M. (2000). “Effetti ambientali e dello sviluppo sulla perdita branchiale esterna nella rana dagli occhi rossi, Agalychnis callidryas.”Physiological and Biochemical Zoology, 73(5), 557-565.
Warkentin, K. M. (2000). “Predazione di vespe e cova indotta da vespe di uova di rana d’albero dagli occhi rossi.”Animal Behavior, 60, 503-510.
Warkentin, K. M. (2002). “Tempi di schiusa, disponibilità O2 e regressione branchiale esterna nella treefrog, Agalychnis callidryas.”Physiological and Biochemical Zoology, 75, 155-164.
Warkentin, K. M. (2005). “In che modo gli embrioni valutano il rischio? Segnali vibrazionali nella schiusa indotta da predatori di rane degli alberi dagli occhi rossi.”Animal Behavior, 70, 59-71.
Warkentin, K. M., Buckley, C. R., e Metcalf, K. A. (2006). “Lo sviluppo delle uova di rana degli alberi dagli occhi rossi influisce sull’efficienza e sulle scelte delle vespe da foraggio.”Animal Behavior, 71, 417-425.
Warkentin, KM, Caldwell, MS, Siok, TD, D’Amato, AT e McDaniel, JG (2007). “Campionamento flessibile delle informazioni nella valutazione vibrazionale del rischio di predazione da parte di embrioni di treefrog dagli occhi rossi.”The Journal of Experimental Biology, 210, 614-619.
Warkentin, KM, Caldwell, MS, e McDaniel, JG (2006). “Segnali di pattern temporali nella valutazione del rischio vibrazionale da parte di embrioni di treefrog dagli occhi rossi, Agalychnis callidryas.”Journal of Experimental Biology, 209, 1376-1384.
Warkentin, KM, Currie, CR, e Rehner, SA (2001). “Il fungo che uccide le uova induce la schiusa precoce delle uova di rana dagli occhi rossi.”Ecologia, 82(10), 2860-2869.
Warkentin, KM, e Wassersug, RJ (2001). “Le prostaglandine regolano la regressione esterna delle branchie negli anuri?”Journal of Experimental Zoology, 289, 366-373.
Originariamente inviato da: Kellie Whittaker (first posted 2007-07-26)
A cura di: Kellie Whittaker, Sierra Raby e David Wake, Michelle Koo (2017-06-15)
Specie Conto Citazione: AmphibiaWeb 2017 Agalychnis callidryas: Red-eyed Multicolored Treefrog< https://amphibiaweb.org/species/616> Università della California, Berkeley, CA, USA. Accesso al 30 dicembre 2021.
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