AmphibiaWeb-Agalychnis callidryas

opis

agalychnis callidryas to smukła, kolorowa, średniej wielkości żaba. Samice mierzą do 77 mm, a samce do 59 mm (Savage 2002). Ta żaba ma liściozielone do ciemnozielonych powierzchni grzbietowych; ciemnoniebieskie, fioletowe lub brązowawe boki, z kremowymi lub żółtymi pionowymi lub ukośnymi paskami; niebieskie lub pomarańczowe ramiona; uda, które są niebieskie lub pomarańczowe na przedniej, tylnej i brzusznej powierzchni; pomarańczowe dłonie i stopy, z wyjątkiem najbardziej zewnętrznych cyfr na każdej; biały brzuch; i wypukłe czerwone oczy, z pionowymi źrenicami (Savage 2002; Leenders 2001; Duellman 2001). Odwłok jest czasami zaznaczony słabymi, ciemniejszymi, zielonymi liniami (zwłaszcza u osobników z Nikaragui lub Kostaryki) lub małymi białymi kropkami (Duellman 2001). Średnia liczba barów na flankach zwiększa się w populacjach z północy na południe, ze średnią 5,0 barów w Meksyku i średnią 9,0 barów w Panamie (Duellman 2001). W niektórych populacjach ze środkowej części zasięgu (Nikaragua i Kostaryka, po stronie karaibskiej) często występuje ciągły, Podłużny żółtawy pasek łączący górne końce pionowych pasków i oddzielający niebieskie boki od zielonego grzbietu (Duellman 2001).

skóra jest gładka zarówno grzbietowo, jak i brzusznie (Savage 2002). Agalychnis callidryas ma zaokrągloną głowę i ścięty pysk, gdy patrzy się z góry (Duellman 2001). Oczy są duże i skierowane na boki (Leenders 2001). Kiedy żaba ta zamyka oczy, widoczne są przezroczyste dolne powieki oznaczone siatką złota (Leenders 2001). Posiada wyraźną tympanę (Savage 2002). Ciało jest smukłe i nieco spłaszczone (Leenders 2001). Palce są krótkie, około połowy wstęgi i mają umiarkowanie duże dyski (Duellman 2001). Palce u stóp są krótkie, około dwóch trzecich splecione, a także mają umiarkowanie duże dyski, które są prawie tak duże, jak te na palcach, z wąskim fałdem biegnącym od pięty do dysku piątego palca (Duellman 2001; Savage 2002). Dorosłe samce mają sparowane rozcięcia głosowe i pojedynczy wewnętrzny środkowy podgularny worek głosowy, a także szarawobrązową podkładkę spinozową u podstawy każdego kciuka (Savage 2002).

Młode żabki (przynajmniej z Panamy) są w stanie zmienić kolor; są zielone w dzień i zmieniają się w fioletowy lub czerwonobrązowy w nocy (Pyburn 1963). Ponadto Młode żabki mają raczej żółte niż czerwone oczy i mają jaśniejsze boki pozbawione białawych pasków (Pyburn 1963). Czerwone zabarwienie oczu pojawia się najpierw na obrzeżach oka około dwóch tygodni po metamorfozie, a w ciągu kilku dni rozprzestrzenia się do wewnątrz, aby tęczówka była całkowicie czerwona (Starrett 1960).

kijanki Agalychnis callidryas są duże, z solidnym ciałem, które może mierzyć 48 mm całkowitej długości w stadium 34 (Savage 2002). Płetwy ogonowe i ogonowe są średniej wielkości, z końcówką ogona zwężającą się do cienkiego flagellum (Savage 2002). Spirala jest sinistral i lateroventral, podczas gdy odpowietrznik jest dextral (Savage 2002). Oczy i nozdrza są grzbietowo-boczne (Savage 2002). Otwór gębowy jest przedni, z małym i kompletnym dyskiem ustnym, ząbkowanymi dziobkami i dwoma górnymi i trzema dolnymi rzędami denticles (Savage 2002; Duellman 2001). Rząd denticles tuż nad pyskiem ma małą szczelinę przyśrodkowo (Savage 2002). Brodawki wargowe są obecne na wardze dolnej w jednym do trzech rzędów bocznych i brzusznych do ust, a na wardze górnej w jednym do dwóch rzędów bocznych do ust, ale brakuje bezpośrednio nad ustami (Duellman 2001). Ciało kijanki jest oliwkowoszare dorsally, cieniowanie do niebieskawo szary nakrapiane z oliwkowobrązowy po bokach i pod spodem (Duellman 2001). Muskulatura ogona larwalnego jest jasnoszara, podczas gdy płetwy ogonowe są przezroczyste, ale obie są nakrapiane ciemnoszarym (Duellman 2001).

rozmieszczenie i siedlisko

rozmieszczenie w bazie danych: Belize, Kolumbia, Kostaryka, Gwatemala, Honduras, Meksyk, Nikaragua, Panama

	Zobacz mapę dystrybucji w BerkeleyMapper.
	Wyświetlanie Danych Bd i Bsal (26 rekordów).

żaby Czerwonookie są dystrybuowane od Meksyku (Jukatan) do Panamy, z izolowanym raportem z Cartagena Botanic Gardens w Kolumbii (Savage 2002; Ruiz-Carranza et al. 1996). Zamieszkują wilgotne lasy, głównie na nizinach, a czasem na przedtrzonowych zboczach do 1250 m (Leenders 2001).

historia życia, obfitość, aktywność i szczególne zachowania
Agalychnis callidryas jest aktywny nokturnowo. Żaba ta jest nadrzewna i kryje się na spodzie szerokiego liścia w ciągu dnia i w porze suchej, z kończynami złożonymi pod ciałem (Leenders 2001). Występuje również w bromeliadach, choć wydaje się, że jest to rzadkość (Duellman 2001). Gatunek ten obfituje w odpowiednie siedliska (Stuart et al. 2008).

rozmnażanie odbywa się w porze deszczowej (od końca maja do listopada), począwszy od pierwszych deszczów (Pyburn 1970). Godowanie odbywa się przez całą porę deszczową, ale jest szczególnie częste w czerwcu, a czasami szczyty ponownie w październiku (Donnelly and Guyer 1994). Agalychnis callidryas ogólnie preferuje spokojne Baseny wodne z zwisającą roślinnością jako miejsca lęgowe (ale patrz akapit poniżej dla innych rodzajów używanych miejsc); baseny mogą być stałe, sezonowe, ale długotrwałe lub tymczasowe (Warkentin et al. 2001; Pyburn 1970). Samce wykonują agresywne połączenia, aby zniechęcić innych mężczyzn do wtargnięcia na ich terytoria, i wezwania reklamowe, aby przyciągnąć samice (Gray and Rand 1997). Agresywne wywołanie brzmi jak miękki chichot, a wywołanie reklamowe to “chack” lub “chack-chack”, powtarzane w odstępach 8-60 sekund (Duellman 1967; Pyburn 1970; Duellman 2001). Dominująca częstotliwość wywoławcza waha się od 1,5-2,5 kHz (Gray and Rand 1997). Wywoływanie rozpoczyna się o zmierzchu i jest najczęściej wieczorem, zwłaszcza podczas deszczu, jako że samce reklamują się dla kolegów (Pyburn 1970). Jednak Agalychnis callidryas zostały również zgłoszone do udziału w krótkim refrenie o świcie połączeń reklamowych, przy znacznie wyższym wskaźniku połączeń niż wieczorne lub poranne chóry reklamowe (Gray and Rand 1997; Duellman 2001). W suche noce samce wołają z wyższych okoni w koronach drzew (Pyburn 1970). W bardziej wilgotne noce lub gdy stawy są pełne, samce zaczynają wołać z ziemi i z małych drzew i krzewów w pobliżu krawędzi stawów lub rozlewisk (Pyburn 1970). Połączenia są zazwyczaj wykonywane z poziomych okoni na liściach lub gałęziach, chociaż czasami stosuje się pionowe okonie na łodygach (Pyburn 1970). Samce poruszają się często podczas wołania, zmieniając zarówno swoje pozycje, jak i kierunek wołania (Pyburn 1970). Jeśli opady lub warunki poziomu wody są wystarczające, samce schodzą do miejsc lęgowych na brzegu wody i kontynuują wołanie (Savage 2002). Samice schodzą z baldachimu, zbliżają się do wybranych samców w linii prostej i umożliwiają przeprowadzenie amplexusa (Pyburn 1970). Zejście zwykle następuje powoli ręcznie, ale Spadochroniarstwo zaobserwowano również u tego gatunku, zarówno na wolności (Pyburn 1964), jak i w eksperymentalnych próbach (Roberts 1994).

po ampleracji samica przenosi samca amplektanta do wody i pozostaje tam przez około dziesięć minut (Pyburn 1970; D ‘ Orgeix and Turner 1995). Pyburn (1970) przeprowadził eksperymenty pokazujące, że celem tego zachowania jest umożliwienie samicy wchłaniania wody przez skórę, do pęcherza, w celu wytworzenia galaretowatej masy otaczającej sprzęgło jaj (Pyburn 1970). Para amplektantów następnie przenosi się na drzewa, gdy samica szuka odpowiedniego miejsca składania jaj na roślinności zwisającej z wody (Pyburn 1970; D ‘ Orgeix i Turner 1995). Jaja są zwykle składane na górnej stronie (Pyburn 1970) lub dolnej stronie (Fouquette 1968) szerokiego liścia, aż do 12 stóp nad wodą (Fouquette 1968). Preferowane są mocne rośliny i drzewa na krawędzi wody, ale jajowody mogą również mieć miejsce na roślinności wschodzącej (Pyburn 1970). Sprzęgła jajowe mogą również czasami być osadzane na podłożach, takich jak gałęzie lub drut ogrodzeniowy (Pyburn 1970). Bardzo rzadko składane są jaja na ziemi (Pyburn 1970). Odnotowano również, że gatunek ten czasami korzysta z szerokiej gamy innych rodzajów miejsc, takich jak wypełnione wodą zagłębienia wykonane przez ludzi i zwierzęta stadne, całkowicie pozbawione zwisającej roślinności; winorośle i małe drzewa zwisające wnęki wody w powalonych drzewach; passionflower winorośli rosnących nad ciekiem wody z piór świń; lub poprzez dołączenie jaj do wewnętrznej powierzchni urządzeń do zbierania wody (McCranie et al. 2003). Sporadycznie spotykane są szpary z liśćmi częściowo lub całkowicie złożonymi nad jajami (Duellman 2001). Jeśli miejsce osadzania znajduje się na szczycie liścia, rodzice mogą chronić sprzęgło przed słońcem i drapieżnikami, składając krawędź liścia nad, gdzie przylega do lepkiej galaretowatej masy otaczającej jaja (Leenders 2001). Inne żaby Liściaste (Phyllomedusa iheringi, P. hypochondrialis i P. sauvagii) chronią swoje szpony w obrębie złożonych liści (Pyburn 1970). Jednak Duellman (2001) ostrzega, że u Agalychnis callidryas sporadyczne składanie może być spowodowane przywiązaniem jaj do poszczególnych rodzajów liści bardziej podatnych na zwijanie, ponieważ ani On, ani inni (np. Pyburn) nie zaobserwowali tego gatunku aktywnie zwijając liście podczas owinięcia. Pyburn (1970) wyraźnie wspomina, że Agalychnis callidryas składa jaja na otwartych liściach, w przeciwieństwie do innych żab filomeduzyny.

zapłodnienie następuje bezpośrednio po złożeniu jaja (Leenders 2001). Sporadycznie pary amplektantów są atakowane przez pojedyncze samce, gdy intruz próbuje usunąć pierwszego samca lub przyczepić się obok lub na plecach pierwszego samca (Pyburn 1970; D ‘ Orgeix i Turner 1995). Strategia ta czasami się udaje, ponieważ analiza molekularna potwierdziła, że występuje wielokrotne ojcostwo i że drugi samiec może znacząco przyczynić się do zapłodnienia na wolności (D ‘ Orgeix and Turner 1995). Briggs (2008) przeprowadził próby wypierania samców, w których samiec o długości co najmniej 5 mm w SVL był umieszczany w zakrytym wiadrze o pojemności 5 litrów z niedawno obfitymi parami i sprawdzany co godzinę na czerwonym świetle, ale nie stwierdzono żadnych przejęć samców. W ciągu trzyletniego okresu badań Briggs (2008) poinformował, że wzorce krycia się różniły się; żaby czerwonookie wykazywały dowody na dobór wielkości w jednym z trzech lat, a dowody na przewagę w kryciu dużych samców w innym z trzech lat (najsuchszy rok).

sprzęgła składają się z około 40 zielonych jaj, z których każde otoczone jest przezroczystą galaretowatą warstwą, z których każde jajo ma średnicę około 3,7 mm w momencie jajeczkowania i 5,2 mm, gdy jest wystarczająco dojrzałe do wylęgu (Pyburn 1963; Warkentin 2000A; Warkentin 2002). Całe sprzęgło jest otoczone bardziej galaretką, która jest lepka i służy do przyklejania sprzęgła do podłoża, a także do zapobiegania wysuszaniu(Pyburn 1963; Pyburn 1970; Warkentin et al. 2006). Kolor żółtka jest spójny w sprzęgłach, ale zmienia się między sprzęgłami, od kremowego do złotego, turkusowego do limonkowego (Warkentin et al. 2006); w miarę starzenia się szponów żółtko zmienia kolor z bladozielonego na żółty (Duellman 2001). Samice mogą układać wiele szponów (do pięciu) w ciągu jednej nocy (Pyburn 1970). Pomiędzy sprzęgłami samica znosi amplektanta samca w dół do wody, gdy ponownie się nawadnia (D ‘ Orgeix i Turner 1995). Owulacja może wystąpić dwa razy w sezonie rozrodczym, biorąc pod uwagę, że ciężkostrawne samice zawierające jajowate jaja również miały taką samą liczbę niedojrzałych jaj o połowie wielkości nadal w jajniku (Duellman 1963; Duellman 2001). Ta obserwacja pasuje również do drugiego szczytu w kryciu, czasami obserwowanego pod koniec pory deszczowej (Donnelly and Guyer 1994). Sukces nawożenia jest wysoki, a Briggs (2008) odnotowała 100% nawożenia w 54 z 56 sprzęgieł eksperymentalnych i poinformowała, że nie różni się to od jej obserwacji terenowych.

ponieważ szpony jaj są przymocowane do roślinności zwisającej z wody, wylęgające się kijanki zazwyczaj wpadają do wody poniżej, gdy tylko się wyklują (Pyburn 1963). Wylęg wiąże się więc ze zmianą siedliska, z powietrza na wodne, przy jednoczesnej zmianie zestawu potencjalnych drapieżników i presji selekcyjnej (Warkentin 1995). Czasami wykluwające się kijanki mogą również spaść na ziemię (Pyburn 1970). Kijanki są w stanie żyć bez wody do 20 godzin (Valerio 1971). Te, które spadną na ziemię lub pozostaną przyklejone do liścia, mogą nadal przetrwać, jeśli późniejszy deszcz zmyje je do stojącej wody lub jeśli są w stanie rzucić się w wodę, rzucając się ogonami (Pyburn 1963; Pyburn 1970).

Agalychnis callidryas wykazuje niezwykłą plastyczność adaptacyjną w czasie wylęgu (Warkentin 1995). W nienaruszonych szponach zarodki rozwijają się zasadniczo synchronicznie, ale wykluwają się asynchronicznie, od sześciu do dziesięciu dni po jajeczkowaniu (Warkentin 1995; Warkentin 2005). Większość nienaruszonych zarodków wylęgnie się po około siedmiu dniach, przy czym badana populacja w Panamie wylęgnie się średnio po około 6 – 7 dniach, a badana populacja w Kostaryce wylęgnie się po około 7-8 dniach (Warkentin 2005). Jednak w przypadku zaburzeń zarodki Agalychnis callidryas mogą przejść wczesny, względnie synchroniczny wylęg, już 4 dni w Panamie (Warkentin 2000B) lub 5 dni w Kostaryce (Warkentin 1995). Przyspieszone wylęganie może wystąpić w całych sprzęgłach lub małych grupach jaj w sprzęgle, w odpowiedzi na co najmniej cztery różne zagrożenia naturalne: atak węża (Warkentin 1995), atak osy (Warkentin 2000B), inwazja grzybów (Warkentin et al. 2001 r.) oraz powodzie lub zanurzenie (Pyburn 1963; Warkentin 2002). Niedotlenienie wynikające z narażenia na niedotlenienie mieszanin gazów powoduje również wczesne wyklucie (Warkentin 2002). Atak grzybów, zalanie i niedotlenienie powodują bardziej stopniowe wczesne wyklucie niż bezpośrednie zagrożenie drapieżnictwem (Warkentin 2000B).

decyzja o wykluciu jest decyzją behawioralną, ponieważ wymagany jest bardzo energiczny ruch; embriony, które pozostają nieruchome, nie wykluwają się, mimo że osiągnęły odpowiedni etap rozwoju (Warkentin 1995; Warkentin et al. 2001). Mechaniczne zaburzenia są wystarczające i konieczne do wywołania szybkiego, synchronicznego wylęgu, ponieważ jednoczesne dotykanie i poruszanie jaj przez wbijanie kleszczy w otaczającą galaretkę powoduje szybkie wylęg (Warkentin 1995). Zarodki Agalychnis callidryas nie reagują jednak na wszystkie zaburzenia mechaniczne poprzez szybkie wylęganie (Warkentin 1995). Pięciodniowe zarodki są niewrażliwe na ruchy podłoża liściowego spowodowane po prostu dotykaniem galaretki jajowej, zbieraniem i transportowaniem szponów jajowych, a nawet silnym wiatrem i ulewnym deszczem (Warkentin 1995). Plastyczność w czasie i synchronizacji wylęgu, zwłaszcza wczesnego wylęgu, nie jest więc po prostu odpowiedzią na natężenie bodźców mechanicznych (Warkentin 2000B), ani nie jest odpowiedzią na wizualne lub chemiczne sygnały od drapieżników węży lub OS, ani sygnały takie jak zwilżanie sprzęgła od opadów (Warkentin 2005). Eksperymenty wykazały raczej, że zarodki żaby czerwonookiej oceniają czasowy wzór wibracji przenoszonych przez podłoże podczas podejmowania decyzji o wykluciu się (Warkentin 2005; Warkentin et al. 2006; Warkentin et al. 2007). Ponadto nie wykluwają się w najwcześniejszym możliwym momencie po stymulacji, ale czekają kilka sekund do minut, aby ocenić informacje przed podjęciem decyzji o wykluciu (Warkentin et al. 2007).

(2016) wykazał, że zarodki nadrzewne Agalychnis callidryas mogą wylęgać się bardzo szybko (6,5 – 49 sekund), aby uciec przed atakami węży. Zidentyfikowali trzy etapy wylęgu: wstrząsanie przed pęknięciem i rozdziawianie, pęknięcie błony witellinowej w pobliżu pyska i uderzenie mięśniowe w celu ucieczki. Mikroskopia elektronowa ujawniła gruczoły wylęgowe gęsto skupione na pysku, które są wypełnione pęcherzykami, które uwalniają swoją zawartość szybko podczas wylęgu. Charakterystyka postulowanego enzymu wylęgowego pozostaje do osiągnięcia. Badania porównawcze gruczołów powinny ujawnić różnice między taksonami, aby określić, czy zastosowano ten lub inne nowe mechanizmy.

dostępny jest klip wideo przedstawiający zarodki Agalychnis callidryas poddawane przyspieszonemu wylęganiu w wyniku ataku węża. Rozwijające się zarodki Agalychnis callidryas są powszechnie żerowane przez węże (np., Leptodeira septentrionalis) (Warkentin 1995). Atak węża powoduje, że zarodki wykluwają się do 30% wcześnie (już pięć dni po jajowodzie), szybko (w ciągu kilku sekund do minut) i stosunkowo synchronicznie, ponieważ całe sprzęgło wykluwa się w ciągu kilku minut, a nie w ciągu kilku dni (Warkentin 1995). Embriony są w stanie odróżnić potencjalnie śmiertelne Zdarzenie ataku węża od stosunkowo niegroźnego zdarzenia burzy przez czas trwania i czas wywołanych wibracji (Warkentin et al. 2006). Kiedy nagrania wibracyjne wytwarzane przez atak węża lub burzę są edytowane i odtwarzane, tak aby czas wibracji bardziej przypominał inny bodziec, reakcja wylęgania przesuwa się w oczekiwanym kierunku: wyższy dla wibracji przypominających wąż, niższy dla wibracji przypominających deszcz (Warkentin et al. 2006). Kijanki po raz pierwszy wchodzą do wody podczas wylęgu, przenosząc swoje siedlisko z powietrza do wody, gdy spadają z zwisających liści, do których przymocowano sprzęgło jajowe (Pyburn 1963). Embriony, które pozostają niezakłócone przez węże, mają tendencję do opóźniania wylęgu, dopóki nie osiągną wieku około siedmiu dni, ponieważ bardziej rozwinięte larwy są mniej podatne na wodne drapieżniki, takie jak krewetki i ryby (Warkentin 1995; Warkentin 2005).

rozwijające się zarodki Agalychnis callidryas są również często podatne na drapieżnictwo przez kilka różnych gatunków OS polibidowych (Warkentin 2000B; Warkentin et al. 2006). Drapieżnictwo OS, podobnie jak drapieżnictwo węży, powoduje wczesne i szybkie wyklucie zarodków Agalychnis callidryas (Warkentin 2000B). Co ciekawe, liczba wylęgających się zarodków jest różna, w zależności od scenariusza drapieżnictwa. Warkentin (2000B) donosi, że zarodki wylęgają się pojedynczo lub w małych grupach (tych chwytanych przez osę, a czasem także najbliższych sąsiadów) w odpowiedzi na osy, które pochłaniają pojedynczy zarodek na raz, podczas gdy całe szpony wykluwają się w odpowiedzi na węże, które zjadają całe szpony.

filmik prezentujący twórczość Karen Warkentin.

zakażenie grzybicze agalychnis callidryas jaj sprzęgła przez włókna ascomycete (rodzina Phaeosphaeriaceae) również indukuje wczesne wyklucie (Warkentin et al. 2001). Podczas gdy jaja w niezakażonych szponach wylęgają się w losowej kolejności przestrzennej, wylęganie w zakażonych szponach nie jest przypadkowe (Warkentin et al. 2001). W zakażonych sprzęgłach te jaja, które są w bezpośrednim kontakcie z grzybiczymi strzępkami, wylęgną się wcześnie, jeśli mają co najmniej pięć dni (Warkentin et al. 2001). Sąsiednie puste jaja mogą tworzyć “barierę”, której grzyb zazwyczaj nie przekracza, pozwalając pozostałym zarodkom na dalszy rozwój w obrębie sprzęgła (Warkentin et al. 2001). W przeciwieństwie do natychmiastowego, synchronicznego wylęgu w odpowiedzi na atak węża lub osy, zakażone grzybami sprzęgła, które są na wystarczającym etapie rozwoju, wykluwają się w ciągu kilku dni, ale w średnim wieku młodszym niż zdrowe sprzęgła (Warkentin et al. 2001).

larwy Agalychnis callidryas mają wyjątkowo duże, rozbudowane zewnętrzne skrzela jak na anurany, składające się z pnia skrzelowego po każdej stronie ciała, z jednym rzędem rozgałęzionych włókien (Pyburn 1963). Obecność dużych, rozbudowanych skrzeli może wskazywać na ograniczenie tlenu w trakcie rozwoju, zwłaszcza że zarodki tego gatunku rozwijają się w dużych, ściśle upakowanych jajach w dość ciepłych warunkach (Warkentin 2000a). Larwy wykazują uderzająco szybką utratę zewnętrznych skrzeli podczas wylęgu, przy czym znaczna regresja skrzelowa występuje tak szybko, jak trzy minuty po wykluciu (Warkentin 2000a). Nowo wyklute kijanki oddychają przez skrzela wewnętrzne, a także skórnie (Warkentin 2000a). Eksperymentalnie wykazano, że wzrost tlenu dostępnego dla środowiska po opuszczeniu jaja jest głównym bodźcem do utraty zewnętrznych skrzeli u tego gatunku, a sam proces wylęgu odgrywa drugorzędną rolę w wyzwalaniu utraty skrzeli (Warkentin 2000A). Ponieważ obecność skrzeli zewnętrznych tworzy opór w wodzie(Dudley et al. 1991), gwałtowna utrata skrzeli w czasie, gdy kijanki te po raz pierwszy wchodzą do wody, może poprawić wydajność pływania, co może umożliwić przetrwanie w przypadku narażenia na wodne drapieżniki (Warkentin 2000A). U tego gatunku (i prawdopodobnie innych anuranów ze skrzelami zewnętrznymi) utrata skrzeli zewnętrznych przy wykluciu wydaje się być spowodowana przez prostaglandyny z rodziny E lub PGE (Warkentin i Wassersug 2001). Natomiast utrata skrzeli wewnętrznych jest spowodowana przez hormon tarczycy w czasie metamorfozy (Shi 2000).

kijanki Czerwonookich żab drzewiastych zawieszają się pionowo w kolumnie wody, aby się pożywić, z głowami w pobliżu powierzchni wody (Savage 2002). Są to przede wszystkim podajniki filtrów kolumnowych (Vonesh and Warkentin 2006). Gray i Nishikawa (1995) poinformowali, że w laboratorium dorosły Agalychnis callidryas preferował świerszcze i Ćmy jako zdobycz. Zgodnie z naszą wiedzą nie opublikowano jeszcze żadnych badań terenowych dotyczących diety dorosłych tego gatunku.

jaja Agalychnis callidryas są podatne na drapieżnictwo przez węże nadrzewne (takie jak wąż o kocie oczy, Leptodeira septentrionalis), kilka gatunków OS polibidowych (szczególnie Polybia rejecta), małpy i larwy muchówek (Hirtodrosophila batracida) (Warkentin 1995; Warkentin 2000B; Warkentin et al. 2001; Warkentin et al. 2006). Ponadto, jaja są podatne na śmiertelność z powodu infekcji grzybiczej przez nitkowate ascomycete (rodzina Phaeosphaeriaceae) (Warkentin et al. 2001). Kijanki mogą być żerowane przez wodne drapieżniki, takie jak krewetki (Macrobrachium americanum) i ryby (Brachyraphis rhabdophora) (Warkentin 1995), a także gigantyczne robaki wodne żerujące pod powierzchnią wody (Belostoma sp.) (Vonesh i Warkentin 2006). Nowo przeobrażone żabnice mogą być spożywane przez pająki wodne żerujące na powierzchni wody lub nad nią (Thaumasia sp.) (Vonesh i Warkentin 2006). Drapieżnikami młodocianych i dorosłych żab Czerwonookich są węże (Warkentin 1995), a także ptaki i nietoperze (Leenders 2001).

chociaż żaby filomeduzyny (hodowla liści) nie mają tego samego rodzaju wysoce toksycznych związków, co inne jaskrawo kolorowe żaby, takie jak dendrobatydy, ich skóra zawiera wysoki poziom biologicznie aktywnych peptydów (Mignogna et al. 1997). Wykazano, że skóra Agalychnis callidryas zawiera pięć różnych rodzin biologicznie aktywnych peptydów: tachykininy, bradykininy, caeruleina, peptydy opioidowe (dermorfina i dermorfina) i sauvagine (Mignogna et al. 1997).

oprócz tego, że larwy są w stanie wyczuć wibracje, wykazano teraz, że dorosłe samce Czerwonookich żab drzewiastych również używają sygnalizacji wibracyjnej w agresywnych interakcjach między mężczyznami (Caldwell et al., 2010). Autorzy zwracają uwagę, że wibracje podłoża mogą mieć znacznie większe znaczenie w komunikacji kręgowców nadrzewnych niż dotychczas. Podczas zawodów nad samicami, samce Czerwonookich żab drzewnych emitują” chichot ” i wykonują pokazy drżenia, gwałtownie potrząsając gałęzią tylnymi nogami. Drżenia wystąpiły tylko wtedy, gdy dwa samce znajdowały się w odległości 2 m od siebie lub znajdowały się na tej samej roślinie i często natychmiast następowały zapasy. Aby sprawdzić, czy wibracje były ważne, wykonano różne kombinacje wyświetlaczy za pomocą zrobotyzowanej żaby na drewnianej ramie w pobliżu gałęzi zajmowanej przez żywą żabę, plus wstrząsarki na gałęzi, na której siedziała żywa żaba. W niektórych testach robotyczna żaba poruszała się w górę iw dół, aby uzyskać wizualny obraz, ale nie wykonano drżenia gałęzi; w innych gałąź była wibrowana, ale robotyczna żaba nie poruszała się; w niektórych testach wykonano zarówno wizualne, jak i wibracyjne wyświetlacze. Żywe samce reagowały agresywnie na wszystkie wyświetlacze, zarówno wizualne, jak i wibracyjne, ale tylko potrząsały własną gałęzią, gdy wibracje były odczuwalne z shakera (Caldwell et al. 2010).

trendy i zagrożenia
gatunek ten może tolerować pewne modyfikacje siedlisk, na przykład na obszarach, gdzie dokonano selektywnego wyrębu, ale uważa się, że nie jest w stanie żyć tam, gdzie las został mocno zdegradowany (Stuart et al. 2008). Jednak McCranie et al. (2003) report finding Agalychnis callidryas eggs and tadpoles in a wide variety of lęgowiska sites in Honduras, including some in highly deforested areas (see Life History section above for a description).

wszystkie pięć gatunków Agalychnis (A. annae, A. callidryas, A. moreletii, A. saltator i A. spurrelli) jest obecnie objętych ochroną CITES na mocy załącznika II (stan na 21 marca 2010). W ciągu ostatniej dekady tylko USA sprowadziły 221 960 żab Agalychnis, według Species Survival Network (SSN).

stosunek do ludzi
żaby Czerwonookie są popularne w handlu zwierzętami domowymi i mogą być hodowane w niewoli w odpowiednich warunkach.

diploidalna liczba chromosomów wynosi 26 Dla Agalychnis callidryas (Duellman and Cole 1965).

hiszpańskojęzyczny opis gatunków można znaleźć na stronie internetowej Instituto Nacional de Biodiversidad (INBio).

Briggs, V. S. (2008). “Goding patterns of red-eyed treefrogs, Agalychnis callidryas and A. moreletii.”Etologia, 114, 489-498.

, McDaniel, J. G., and Warkentin, K. M. (2010). “Vibrational signaling in the agonistic interactions of red-eyed treefrogs.”Current Biology, doi: 10.1016 / j.cub.2010.03.069.

“How embrions escape from danger: the mechanism of rapid, plastic hatching in red-eyed treefrogs.”Journal of Experimental Biology, 219, 1875-1883.

“Catalogue of the reptiles obtained during the explorations of the Parana, Paraguay, Vermejo, and Uruguay Rivers, by Captain Thos. J. Page, U. S. N., i tych, których nabrał Lieut. N. Michler, U. S. Top. Inż., Dowódca ekspedycji przeprowadzającej badania.”Proceedings of the Academy of Natural Sciences of Philadelphia, 14, 346-359.

D ‘ Orgeix, C. A., and Turner, B. J. (1995). “Multiple paternity in the red-eyed treefrog Agalychnis callidryas (Cope).”Molecular Ecology, 4, 505-508.

“Patterns of reproduction and habitat use in an assemblage of Neotropical hylid frogs.”Ekologia, 98, 291-302.

“The implications of shape and metamorphosis for drag forces on a generalized pond tadpole (Rana catesbeiana).”Copeia, 1991, 252-257.

Duellman, W. E. (1967). “Courtship isolating mechanisms in Costa Rican hylid frogs.”Herpetologica, 23(3), 169-183.

Duellman, W. E. (1963). “Amphibians and reptiles of the rainforest of southern El Petén, Guatemala.”University of Kansas Publications, Museum of Natural History, 15, 205-249.

Duellman, W. E. (2001). Hylid Frogs of Middle America. Society for the Study of Amphibians and Reptiles, Ithaca, New York.

Duellman, W. E., and Cole, C. J. (1965). “Studies of chromosomes of some anuran amphibians.”Systematic Zoology, 14 (2), 139-143.

“Some hylid frogs of the Canal Zone, with special reference to call structure.”Caribbean Journal of Science, 6 (3-4), 167-172.

“Feeding kinematics of phyllomedusine tree frogs.”The Journal of Experimental Biology, 198, 457-463.

“A daybreak chorus in the frog, Agalychnis callidryas.”Journal of Herpetology, 31 (3), 440-441.

Leenders, T. (2001). Przewodnik po płazach i gadach Kostaryki. Zona Tropical, Miami.

“Agalychnis callidryas (Drzewiak czerwonooki). Rozmnażanie.”Przegląd Herpetologiczny, 34(1), 43.

Mignogna, G., Severina, C., Erspamer, G. F., Siciliano, R., Kreil, G., and Barra, D. (1997). “Tachykininy i inne biologicznie aktywne peptydy ze skóry kostarykańskiej żaby phyllomedusid Agalychnis callidryas.”Peptides, 18(3), 367-372.

Pyburn, W. F. (1963). “Observations on the life history of the treefrog, Phyllomedusa callidryas (Cope).”Texas Journal of Science, 15, 155-170.

Pyburn, W. F. (1964). “Zachowanie hodowlane żaby liściowej, Phyllomedusa callidryas, w południowej Veracruz.”The American Philosophical Society Yearbook, 1964, 291-294.

Pyburn, W. F. (1970). “Behavior Breeding of the leaf-frogs Phyllomedusa callidryas and Phyllomedusa dacnicolor in Mexico.”Copeia, 2, 209-218.

“Wybuchowe agregacje hodowlane i skoki spadochronowe u neotropical frog, Agalychnis saltator (Hylidae).”Journal of Herpetology, 28(2), 193-199.

“Lista actualizada de la fauna de Amphibia de Colombia.”Revista de la Academia Colombiana de Ciencias Exactas, Físicas y Naturales, 20 (77), 365-415.

Płazy i gady Kostaryki: herpetofauna między dwoma kontynentami, między dwoma morzami. University of Chicago Press, Chicago, Illinois, USA i Londyn.

(2000). Amphibian Metamorphosis: From Morphology to Molecular Biology. Wiley-Liss, Inc., Nowy Jork.

“Description of tadpoles of Middle American frogs.”Miscellaneous Publications Museum of Zoology, University of Michigan, 110, 5-37.

Stuart, S., Hoffmann, M., Chanson, J., Cox, N., Berridge, R., Ramani, P., Young, B. (eds) (2008). Zagrożone Płazy Świata. Lynx Edicions, IUCN, and Conservation International, Barcelona, Spain; Gland, Switzerland; and Arlington, Virginia, USA.

“Zdolność niektórych tropikalnych kijanek do przetrwania bez wody.”Copeia, 1971 (2), 364-365.

Vonesh, J. R., and Warkentin, K. M. (2006). “Przeciwne zmiany wielkości w metamorfozie w odpowiedzi na drapieżniki larwalne i metamorficzne.”Ekologia, 87(3), 556-562.

Warkentin, K. M. (1995). “Plastyczność adaptacyjna w wieku wylęgowym: odpowiedź na ryzyko drapieżnictwa.”Proceedings of the National Academy of Sciences, 92, 3507-3510.

Warkentin, K. M. (2000). “Environmental and developmental effects on external skill loss in the red-Eyed Tree Frog, Agalychnis callidryas.”Physiological and Biochemical Zoology, 73 (5), 557-565.

Warkentin, K. M. (2000). “Drapieżnictwo OS i indukowane przez osę wylęganie się czerwonookich jaj drzewiastych.”Animal Behavior, 60, 503-510.

Warkentin, K. M. (2002). “Hatching timing, O2 availability and external skill regression in the treefrog, Agalychnis callidryas.”Physiological and Biochemical Zoology, 75, 155-164.

Warkentin, K. M. (2005). “Jak embriony oceniają ryzyko? Sygnały wibracyjne w indukowanym przez drapieżniki wylęgu czerwonookich drzew.”Zachowanie Zwierząt, 70, 59-71.

Warkentin, K. M., Buckley, C. R., and Metcalf, K. A. (2006). “Rozwój czerwonookich jaj drzewiastych wpływa na wydajność i wybór OS żerujących na jajach.”Animal Behavior, 71, 417-425.

Warkentin, K. M., Caldwell, M. S., Siok, T. D., D ‘ Amato, A. T., and McDaniel, J. G. (2007). “Flexible information sampling in vibrational assessment of predation risk by red-eyed treefrog embrions.”The Journal of Experimental Biology, 210, 614-619.

Warkentin, K. M., Caldwell, M. S., and McDaniel, J. G. (2006). “Temporal pattern cues in vibrational risk assessment by embrions of the red-eyed treefrog, Agalychnis callidryas.”Journal of Experimental Biology, 209, 1376-1384.

Warkentin, K. M., Currie, C. R., and Rehner, S. A. (2001). “Egg-killing fungus induces early hatching of red-eyed treefrog eggs.”Ekologia, 82(10), 2860-2869.

Warkentin, K. M., and Wassersug, R. J. (2001). “Czy prostaglandyny regulują zewnętrzną regresję skrzelową u anuranów?”Journal of Experimental Zoology, 289, 366-373.

: Kellie Whittaker (po raz pierwszy opublikowany 2007-07-26)
Edited by: Kellie Whittaker, Sierra Raby and David Wake, Michelle Koo (2017-06-15)

Species Account Citation: AmphibiaWeb 2017 Agalychnis callidryas: Red-eyed Multicolored Treefrog <https://amphibiaweb.org/species/616> University of California, Berkeley, CA, USA. 30 Grudnia 2021